мук лабораторная диагностика дифтерийной инфекции

Мук лабораторная диагностика дифтерийной инфекции

4.2. МЕТОДЫ КОНТРОЛЯ. БИОЛОГИЧЕСКИЕ И МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИЕ ФАКТОРЫ

Лабораторная диагностика дифтерийной инфекции

1. РАЗРАБОТАНЫ Федеральной службой по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Е.Б.Ежлова, А.А.Мельникова, Н.А.Кошкина); ФБУЗ «Федеральный центр гигиены и эпидемиологии» Роспотребнадзора (М.В.Зароченцев, И.В.Новокшонова); ФБУН «Московский научно-исследовательский институт эпидемиологии и микробиологии им.Г.Н.Габричевского» Роспотребнадзора (И.К.Мазурова, О.Ю.Борисова, С.Ю.Комбарова, В.Г.Мельников, Н.М.Максимова, Т.Н.Якимова); ФБУЗ «Центр гигиены и эпидемиологии в г.Москве» Роспотребнадзора (Н.Я.Салова, И.П.Требунских).

2. РЕКОМЕНДОВАНЫ К УТВЕРЖДЕНИЮ Комиссией по государственному санитарно-эпидемиологическому нормированию Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (протокол от 30 мая 2013 года N 1).

3. УТВЕРЖДЕНЫ Руководителем Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека, Главным государственным санитарным врачом Российской Федерации Г.Г.Онищенко 14 июля 2013 г.

1. Область применения

2. Общие положения. Сущность метода

Нетоксигенные С.diphtheriae не вызывают дифтерийную инфекцию. «Этиологическая» значимость этих микроорганизмов при фарингите, артрите, эндокардите и др. гнойно-септических заболеваниях требует специальных доказательств. При выделении нетоксигенных штаммов C.diphtheriae от больных с подозрением на дифтерийную инфекцию следует обратить внимание на правильность проведения бактериологического исследования и оценку токсигенных свойств.

Известны случаи выделения токсигенных C.ulcerans при клинической картине заболевания, сходной с дифтерией, а также токсигенных C.pseudotuberculosis, вызывающих лимфадениты. Инфекции, вызванные этими микроорганизмами, у человека встречаются крайне редко, не имеют эпидемического распространения, а, следовательно, значение этих случаев в медицине невелико.

На слизистых оболочках ротоглотки и носа в норме часто встречается Corynebacterium pseudodiphtheriticum (ложнодифтерийная палочка Гофмана). Умение выделять и идентифицировать данные микроорганизмы, а также нетоксигенные C.diphtheriae служит критерием оценки качества работы бактериологов, особенно в период снижения и спорадической заболеваемости дифтерией.

C.diphthereiae растут на питательных средах, сбалансированных по своему составу, и не растут на простых питательных средах. Требуется кровь любого животного или человека (донора), как источник аминокислот, ростовых факторов, железа и пр. Не всегда коммерческие среды удовлетворяют этим требованиям, поэтому контроль качества питательных сред и всех ингредиентов в лабораториях обязателен.

Кровяные теллуритовые среды (КТА, Клауберг II) остаются лучшими селективными дифференциально-диагностическими средами, обеспечивающими рост колоний через 24 ч, что на одни сутки сокращает сроки выдачи окончательного бактериологического ответа. КТА прост в приготовлении: основой этой среды является коммерческий сухой питательный агар (СПА), в качестве кровяных добавок используют кровь, однако не исключены любые гемолизированные кровяные добавки.

Трудоемкость бактериологического метода и стоимость анализа сокращается при использовании двух половин одной чашки с селективной дифференциально-диагностической питательной средой (далее плотная питательная среда) для посева материала из зева и носа от одного обследуемого. Использование чашки для посева таких образцов на плотной питательной среде недопустимо, так как не позволяет, в большинстве случаев, получить рост изолированных колоний и провести исследование в установленные сроки.

Посев материала из зева и носа на кровяной агар производить нецелесообразно, так как очень сложно получить рост изолированных колоний C.diphtheriae на данной среде из-за обильного роста другой сопутствующей микрофлоры.

Колонии, морфология которых характерна для микроорганизмов рода Corynebacterium, в подавляющем большинстве не подлежат микроскопии и должны быть изучены по всем необходимым идентификационным тестам. «Сомнительные» колонии с нехарактерными морфологическими свойствами подвергают микроскопии. Если в мазках обнаруживают коринеформные микроорганизмы, исследование следует продолжить по всем необходимым идентификационным тестам.

Окрашивание мазков осуществляют по Лёффлеру (щелочной метиленовый синий) или с использованием других синих красителей. Окраску по Граму не применяют, т.к. в процессе окраски клетки грамположительных C.diphtheriae легко обесцвечиваются спиртом и могут выглядеть грамотрицательными (розовый оттенок). Чаще всего это явление наблюдают при окрашивании токсигенных C.diphtheriae (клеточная стенка токсигенных C.diphtheriae ближе по организации и структуре к грамотрицательным микроорганизмам).

В бактериологической практике опираться только на морфологические свойства микробной клетки или колоний при идентификации C.diphtheriae недостаточно. Описаны случаи бактериологической гипо- и гипердиагностики (в 55,0 и 14,5% случаев соответственно), когда использовали учет только морфологических признаков.

Во избежание ошибок при определении токсигенных свойств коринебактерий необходимо изучать данный признак у максимального числа выросших колоний (двадцать и более) с чашек первичного посева. При множественном росте подозрительных колоний нельзя ограничиться формированием только одной-двух бляшек. Кроме того, необходимо изучать токсигенные свойства отдельных изолированных колоний, чтобы не потерять нетоксигенные штаммы C.diphtheriae, присутствие которых также возможно при наличии токсигенных C.diphtheriae в патологическом материале.

Используют два способа постановки пробы на токсигенность:

1) модифицированная проба Элека с бумажными полосками, утверждённая для бактериологической практики в нашей стране в 1961 г.;

2) проба Фельдмана Ю.Г. и соавторов с бумажными дисками, разработанная в нашей стране и утвержденная в 1988 г., получившая одобрение Международной рабочей группы ВОЗ по лабораторной диагностике дифтерийной инфекции к применению в зарубежных лабораториях.

3. Характеристика возбудителя дифтерийной инфекции

Патогенные для животных Corynebacterium ulcerans и Corynebacterium pseudotuberculosis, некоторые комменсалы кожи со слизистых оболочек человека, например, Corynebacterium pseudodiphtheriticum (ложнодифтерийная палочка Гофмана), Corynebacterium xerosis, Corynebacterium striatum таксономически близки к виду C.diphtheriae.

Все коринебактерии, в т.ч. и C.diphtheriae, являются мезофилами и растут при 36-37 °С.

Устойчивость к факторам внешней среды

C.diphtheriae устойчивы к низкой и чувствительны к высокой температуре (низкие температуры не убивают дифтерийные палочки длительное время, под действием прямого солнечного света палочки дифтерии гибнут в течение нескольких дней); значительно устойчивы во внешней среде и длительно сохраняют жизнеспособность в дифтерийной плёнке, в капельках слюны, на ручках дверей, детских игрушках до 15 дней; в пыли, на полу, на предметах в окружении больного до 18-40 дней; в сухой дифтерийной плёнке до 7 недель; в воде выживают в течение 6-20 дней. Коринебактерии дифтерии не устойчивы к действию физических и химических обеззараживающих средств и разрушаются под действием обычных дезинфектантов в обычных концентрациях (3-5%) при экспозиции 30 мин; погибают при нагревании до 60 °С в течение 10 мин, кипячение убивает их моментально.

Источник

МУК 4.2.3065-13
Лабораторная диагностика дифтерийной инфекции

Купить МУК 4.2.3065-13 — бумажный документ с голограммой и синими печатями. подробнее

Распространяем нормативную документацию с 1999 года. Пробиваем чеки, платим налоги, принимаем к оплате все законные формы платежей без дополнительных процентов. Наши клиенты защищены Законом. ООО «ЦНТИ Нормоконтроль»

Наши цены ниже, чем в других местах, потому что мы работаем напрямую с поставщиками документов.

Способы доставки

Методические указания предназначены для специалистов бактериологических лабораторий санитарно-эпидемиологической службы, лечебно-профилактических организаций независимо от их организационно-правовой формы и формы собственности и научно-исследовательских институтов, осуществляющих лабораторную диагностику дифтерийной инфекции.

Оглавление

1. Область применения

2. Общие положения. Сущность метода

3. Характеристика возбудителя дифтерийной инфекции

4. Требования к взятию и транспортированию материала для бактериологической диагностики дифтерии

5. Организационно-методическая работа

6. Бактериологическое исследование

6.1. Порядок проведения бактериологического исследования

6.2. Бактериологическое заключение

6.3. Схема бактериологического исследования

7. Методики идентификации возбудителя дифтерийной инфекции

7.1. Определение токсигенных свойств коринебактерий дифтерии с помощью реакции преципитации в геле

7.2. Методики определения биохимических признаков

8. Питательные среды

8.1. Методы приготовления питательных сред и реактивов

8.2. Среды для определения биохимических свойств

9. Хранение контрольных штаммов в лабораторных условиях

10. Методы контроля питательных сред

10.1. Метод бактериологического контроля питательных сред для первичного посева и сред для определения токсигенных и биохимических свойств

10.2. Метод количественного определения аминного азота

11. Методика постановки реакции пассивной гемагглютинации для выявления противодифтерийных антитоксических антител (РПГА)

12. Нормативные и методические ссылки

Приложение 1. Рецепты красок

Приложение 2. Материалы и оборудование

Приложение 3. Таблица и рисунки

Этот документ находится в:

Организации:

Чтобы бесплатно скачать этот документ в формате PDF, поддержите наш сайт и нажмите кнопку:

Федеральная служба по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучии человека

4.2. МЕТОДЫ КОНТРОЛЯ. БИОЛОГИЧЕСКИЕ И МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИЕ ФАКТОРЫ

Лабораторная диагностика дифтерийной инфекции

Методические указания МУК 4.2.3065—13

Л12 Лабораторная диагностика дифтерийной инфекции: Ме

тодические указания.—М.: Федеральный центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора, 2013.—63 с.

1. Разработаны Федеральной службой по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Е. Б. Ежлова, А. А. Мельникова, Н. А. Кошкина): ФБУЗ «Федеральный центр пилены и эпидемиоло-П1И» Роспотребнадзора (М. В. Зарочснпсв, И. В. Новокшонова); ФБУН «Московский научно-исслсловатсльский институт эпидемиологии и микробиологии им. Г. Н. Габричевского» Роспотребнадзора (И. К. Мазурова,

О. IO. Борисова, С. Ю. Комбарова, В. Г. Мельников. Н. М. Максимова,

Т. Н. Якимова); ФБУЗ «Центр гитены и эпидемиологии в г. Москве» Роспотребнадзора (И. Я. Салова, И. П. Трсбунскнх).

2. Рекомендованы к утверждению Комиссией по государственному санитарно-эпидемиологическому нормированию Федеральной службы но надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (протокол от 30 мая 2013 года № I).

3. Утверждены Руководителем Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека. Главным государственным санитарным врачом Российской Федерации Г. Г. Онищенко 14 июля 2013 г.

4. Разработаны взамен МУ 4.2.698—98 «Лабораторная диашостика дифтерийной инфекции».

© Роспотребнадзор, 2013 © Федеральный центр гигиены и

энндемноло! ни Роспотребнадзора, 2013

При окраске часто обнаруживается выраженная внутриклеточная исчерченность, что объясняется наличием зерен волютина (метахрома-тические гранулы, тельца Бабсша-Эрнста). Описано сродство волютина к метиленовому синему (окраска по Лёффлеру), поэтому при обработке этим красителем гранулы или полоски (скопления гранул) прокрашиваются в синий цвет, а протоплазма в отдельных случаях может приобрести розовый оттенок. В бактериологической практике окраску по Граму не используют, поскольку клетки С. diphtheriae легко обесцвечиваются спиртом и могут выглядеть в мазке как грамотрицательные микроорга-

низмы. При окраске по Нсйсссру, которую также редко используют, клетки С. diphtheriae окрашиваются в желтый цвет с зернами вол юти на (на концах клетки) темно-коричневого цвета, иногда с синим оттенком.

Ферментат ив и а я акт ив ноет ь

Ферментативная активность коринебактерий изучается путем определения ферментов цистиназы, уреазы, способности расщеплять до кислоты глюкозу, сахарозу и крахмал (табл. 1). С. diphtheriae продуцируют фермент цистиназу, отсутствует продукция фермента уреазы, разлагают глюкозу, крахмал (биовар gravis), нс разлагают сахарозу. Биовар mil is не разлагает крахмал. С. diphtheriae способны восстанавливать соли азотной кислоты (нитраты) в соли азотистой кислоты (нитриты).

Уровень токсинообразования штаммов С. diphtheriae биовара gravis в два-четыре раза превышал уровень токсинообразования биовара mil is, вызывая более тяжелое клиническое течение дифтерии в период последней эпидемии. Также, начиная с 90-х годов прошлого столетия, биовар gravis имеет доминирующее распространение среди токсигенных С. diphtheriae, в то время как среди нетоксигенных С diphtheriae доминирующее распространение имеет биовар mitis. От 2,0 до 20,0 % этой группы в различные периоды эпидпроцесса составляли штаммы, несущие «молчащий» ген дифтерийного токсина (fov-гсн), нс способный к экспрессии дифтерийного токсина, так называемые нетоксигенные ток-снесущие штаммы С. diphtheriae биовара mitis, эпидемиологическое значение которых до конца не изучено. Для циркуляции С. diphtheriae характерна периодическая смена доминирующего биовара, которая, как правило, совпадает с началом интенсификации эпидпроцесса.

В период спорадической заболеваемости сокращена циркуляция токсигенных С. diphtheriae, вместе с тем циркуляция нетоксигенных остаётся на высоком уровне.

Несвоевременное выявление носителей токсигенных С. diphthcriae бактериологическим методом приводит к «скрытому» распространению возбудителя дифтерии и возникновению новых очагов дифтерийной инфекции.

4. Требовании к взятию и транспортированию материала дли бактериологической диагностики дифтерии

Эффективность проведения бактериологического исследования в значительной степени зависит от своевременного правильного взятия материала и соблюдения сроков доставки его в бактериологическую лабораторию.

Для взятия материала используют коммерческие стерильные сухие ватные (или дакроновые) тампоны, также возможно их приготовление в лабораторных условиях с учетом требований нормативно-методической документации. Тампоны должны иметь форму «капли», а не «веретена».

При дифтерии других локализаций (глаза, уши, кожа, раны, гениталии и пр.) помимо материала из пораженных участков забирают материал из ротоглотки и носа. При показаниях к обследованию на дифтерию и одновременном наличии пораженных слизистых и кожи в углу рта («за-еды») обследование этих участков проводят отдельным тампоном и параллельно беруг материал из ротоглотки и носа.

При прямой ларингоскопии материал (слизь, пленка) собирают непосредственно из гортани. В случаях оперативного вмешательства для бактериологического исследования следует брать слизь из интубационной трахеотомической трубки.

При взятии материала с пораженного участка кожи необходимо протереть его поверхность промокательными движениями стерильной марлевой салфеткой или тампоном, смоченными стерильным физиоло-

гическим раствором, осторожно приподнять или отодвинуть струпы и корочки. После этого тампоном, предназначенным для взятия материала на дифтерию, взять секрет с пораженного участка. Одновременно забирают материал из ротоглотки и носа.

При невозможности доставки исследуемого материала в баклабора-торию в установленные сроки (не позднее 3 ч) или проведения обследования в Л ПО во второй половине дня материал из ротоглотки (зева) и носа засевают «площадкой» с последующим рассевом на одну чашку Петри с питательной средой, разделенной пополам («чашечный метод»). После этого посевы помещают в термостат при 37 °С до утра следующего дня, после чего доставляют в сумках-термосах в баклабораторию (с указанием времени посева материала). При редких локализациях посев материала из каждого пораженного участка осуществляют на отдельную чашку Петри с питательной средой.

Медицинский персонал ЛПО должен проходить инструктаж в ба-клаборатории о правилах взятия и посева материала на питательные среды.

При невозможности организовать посев материала «чашечным методом» допускается засевать материал в пробирки с транспортной средой для сохранения и подращивания возбудителя дифтерии, которая готовится в лабораторных условиях согласно нормативно-методической документации. Не допускается использование коммерческих транспортных сред, предназначенных для исследования на микрофлору ротоглотки и носа, в связи с тем, что состав этих сред не удовлетворяет условиям культивирования возбудителя дифтерийной инфекции, что приводит к потере патологического материала.

В случае использования транспортной среды, приготовленной в лабораторных условиях, согласно нормативной документации, материал собирают сухим тампоном, опускают в пробирку со средой и следят за тем, чтобы пробка тампона не намокала. Следует учитывать, что приме-

нение транспортной среды увеличивает срок выдачи окончательного ответа на одни сутки, так как после подращивания в термостате при 37 °С на утро следующего дня материал доставляется в баклабораторню для последующего посева на чашки Петри с селективной питательной средой.

Исследуемый материал из ротоглотки и носа, собранный сухими ватными тампонами и помещенный в пробирки (не менее двух пробирок от одного лица, при редких локализациях добавляются дополнительные пробирки), или материал, засеянный в пробирки с транспортной средой (также не менее двух пробирок от одного лица), или материал из ротоглотки и носа, а также из редких мест локализации, засеянный «чашечным методом», должен быть четко пронумерован и иметь сопроводительную документацию. Пробирки с материалом от одного лица скреплены вместе.

В сопроводительном документе указывают: фамилию, имя, отчество, возраст, адрес обследуемого лица, название учреждения, направляющего материал, локализацию взятия материала (нос, зев, кожа и др.), дату и время взятия материала, цель обследования (диагностическая с указанием диагноза, по эпидпоказаниям, с профилактической целью).

5. Организационно-методическая работа

1. Медицинским работникам лечебно-профилактических организаций (ЛПО), ответственным за взятие и транспортирование материала при обследовании на дифтерию, необходимо согласовывать методику взятия материала, условия транспортирования и возможности применения транспортной среды с врачами-бактериологами. проводящими эти исследования.

2. Медицинским работникам ЛПО, допущенным к взятию и посеву материала, следует проходить инструктаж не реже 1 раза в год в бакла-боратории, проводящей исследования на дифтерию.

3. Врачам-бактериологам ЛПО и ФБУЗ «Центр гигиены и эпидемиологии» Роспотребнадзора в субъектах Российской Федерации следует повышать квалификацию на курсах тематического усовершенствования по лабораторной диагностике дифтерии нс реже 1 раза в три года.

5. Бактериологические лаборатории ФБУЗ «Центр гигиены и эпидемиологии» Роспотребнадзора в субъектах Российской Федерации направляют все выделенные токсигенные и выборочно нстоксигснныс штаммы С. diphtheriae, С. ulcerans, С. pseudotuberculosis, а также штаммы с атипичными свойствами в Референс-центр для реидентификации (верификации) по адресу: 125212, г. Москва, ул. Адмирала Макарова, 10.

6. Бактериологические лаборатории Региональных центров по мониторингу и Референс-центр осуществляют внешний контроль качества лабораторных исследований на дифтерию, проводимых в бактериологических лабораториях субъектов Российской Федерации.

6. Бактериологическое исследование

6.1. Порядок проведения бактериологического исследования

Первый день. Посев материала

При посеве материал тщательно втирают в среду со всех сторон тампона на участке площадью 2 х 1 см 2 у края чашки, стараясь оставить весь патологический материал на поверхности формируемой «площад-

1. Область применения. 4

2. Общие положения. Сущность метода. 4

3. Характеристика возбудителя дифтерийной инфекции. 9

4. Требования к взятию и транспортированию материала для

бактериологической диагностики дифтерии. 13

5. Организационно-методическая работа. 15

6. Бактериологическое исследование. 16

6.1. Порядок проведения бактериологического исследования. 16

6.2. Бактериологическое заключение. 20

6.3. Схема бактериологического исследования. 22

7. Методики идентификации возбудителя дифтерийной инфекции. 23

7.1. Определение токсигснных свойств коринсбактсрий дифтерии

с помощью реакции преципитации в геле. 23

7.2. Методики определения биохимических признаков. 30

8. Питательные среды. 32

8.1. Методы приготовления питательных сред и реактивов. 34

8.2. Среды для определения биохимических свойств. 39

9. Хранение контрольных штаммов в лабораторных условиях. 42

10. Методы контроля питательных сред.

10.1. Метод бактериологического контроля питательных сред для

первичного посева и сред для определения токсигенных и биохимических свойств.

10.2. Метод количественного определения аминного азота. ^

11. Методика постановки реакции пассивной гемагглютинации для

выявления противодифтерийных антитоксических антител (РПГА). 4^

12. Нормативные и методические ссылки. ^

Приложение I. Рецепты красок. 54

Приложение 2. Материалы и оборудование. ^

Приложение 3. Таблица и рисунки.

УТВЕРЖДАЮ Руководитель Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека. Главный государственный санитарный врач Российской Федерации

4.2. МЕТОДЫ КОНТРОЛЯ. БИОЛОГИЧЕСКИЕ И МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИЕ ФАКТОРЫ

Лабораторная диагностика дифтерийной инфекции

Методические указания МУК 4.2.3065—13

1. Область применения

2. Общие положения. Сущность метода

Источником инфекции является больной или бактерионоситель токси-генных С. diphtheriae.

Нетоксигенные С. diphtheriae не вызывают дифтерийную инфекцию. «Этиологическая» значимость этих микроорганизмов при фарингите, артрите, эндокардите и др. гнойно-септических заболеваниях требует специальных доказательств. При выделении нетоксигенных штаммов С.diphtheriae от больных с подозрением на дифтерийную инфекцию следует обратить внимание на правильность проведения бактериологического исследования и оценку токсигснных свойств.

Известны случаи выделения токсигенных С. ulcerans при клинической картине заболевания, сходной с дифтерией, а также токсигенных С pseudotubercidosis, вызывающих лимфадениты. Инфекции, вызванные этими микроорганизмами, у человека встречаются крайне редко, не имеют эпидемического распространения, а, следовательно, значение этих случаев в медицине невелико.

На слизистых оболочках ротоглотки и носа в норме часто встречается Corynebacterium pseudodiphtheriticum (ложнодифтерийная палочка Гофмана). Умение выделять и идентифицировать данные микроорганизмы, а также нетоксигенные С. diphtheriae служит критерием оценки

качества работы бактериологов, особенно в период снижения и спорадической заболеваемости дифтерией.

С. diphthereiae растут на питательных средах, сбалансированных по своему составу, и нс растут на простых питательных средах. Требуется кровь любого животного или человека (донора), как источник аминокислот, ростовых факторов, железа и пр. Нс всегда коммерческие среды удовлетворяют этим требованиям, поэтому контроль качества питательных сред и всех ингредиентов в лабораториях обязателен.

Кровяные теллуритовые среды (КТА, Клауберг II) остаются лучшими селективными дифференциально-диагностическими средами, обеспечивающими рост колоний через 24 ч, что на одни сутки сокращает сроки выдачи окончательного бактериологического ответа. КТА прост в приготовлении: основой этой среды являегся коммерческий сухой питательный агар (СПА), в качестве кровяных добавок используют кровь, однако не исключены любые гемолизированные кровяные добавки.

Трудоемкость бактериологического метода и стоимость анализа сокращается при использовании двух половин одной чашки с селективной дифференциально-диагностической питательной средой (далее плотная питательная среда) для посева материала из зева и носа от одного обследуемого. Использование Уа чашки для посева таких образцов на плотной питательной среде недопустимо, так как не позволяет, в большинстве случаев, получить рост изолированных колоний и провести исследование в установленные сроки.

Посев материала из зева и носа на кровяной агар производить нецелесообразно, так как очень сложно получить рост изолированных колоний C.diphtheriae на данной среде из-за обильного роста другой сопутствующей микрофлоры.

Колонии, морфология которых характерна для микроорганизмов рода Corynebacterium, в подавляющем большинстве нс подлежат микроскопии и должны быть изучены по всем необходимым идентификационным тестам. «Сомнительные» колонии с нехарактерными морфологическими свойствами подвергают микроскопии. Если в мазках обнаруживают коринеформные микроорганизмы, исследование следует продолжить по всем необходимым идентификационным тестам.

Окрашивание мазков осуществляют по Лёффлеру (щелочной метиленовый синий) или с использованием других синих красителей. Окраску по Граму не применяют, т. к. в процессе окраски клетки грамположи-тельных C.diphtheriae легко обесцвечиваются спиртом и могут выглядеть грамотрицательными (розовый оттенок). Чаще всего это явление наблюдают при окрашивании токсигенных С. diphtheriae (клеточная

стенка токсигснных С diphtheriae ближе но организации и структуре к грамотрицательным микроорганизмам).

В бактериологической практике опираться только на морфологические свойства микробной клетки или колоний при идентификации С. diphtheriae недостаточно. Описаны случаи бактериологической гипо-и гипердиагностики (в 55,0 и 14,5 % случаев соответственно), когда использовали учет только морфологических признаков.

Во избежание ошибок при определении токсигенных свойств кори-небактерий необходимо изучать данный признак у максимального числа выросших колоний (двадцать и более) с чашек первичного посева. При множественном росте подозрительных колоний нельзя ограничиться формированием только одной-двух бляшек. Кроме того, необходимо изучать токенгенные свойства отдельных изолированных колоний, чтобы не потерять нетоксигенные штаммы С diphtheriae, присутствие которых также возможно при наличии токсигенных С. diphtheriae в патологическом материале.

Используют два способа постановки пробы на токсигснность:

1) модифицированная проба Элека с бумажными полосками, утверждённая для бактериологической практики в нашей стране в 1961 г.;

2) проба Фельдмана Ю. Г. и соавторов с бумажными дисками, разработанная в нашей стране и утвержденная в 1988 г., получившая одобрение Международной рабочей группы ВОЗ по лабораторной диагностике дифтерийной инфекции к применению в зарубежных лабораториях.

преципитации микробного происхождения, которые необходимо отличить от специфических линий токсического происхождения.

3. Характеристика возбудители дифтерийной инфекции

Патогенные для животных Corymebacterium ulcerans и Corynebacterium pseudotuberculosis, некоторые комменсалы кожи со слизистых оболочек человека, например, Co/ynebacterium pseudodiphtheriticum (лож-нодифгерийная палочка Гофмана), Coiynebacterium xerosis, Corynebacterium striatum таксономически близки к виду С. diphtheriae.

Большинство видов лучше растет в аэробных условиях, в том числе и микроорганизмы вида С. diphtheriae. Вместе с тем, С. diphtheriae являются факультативными анаэробами (генерируют энергию, используя как молекулярный Оз, так и органические соединения), что крайне важно учитывать при изучении их ферментативной активности.

Вес коринсбактсрии, в т. ч. и С. diphtheriae, являются мезофнлами и растут при 36—37 °С.

Устойчивость к факторам внешней среды

С. diphtheriae устойчивы к низкой и чувствительны к высокой температуре (низкие температуры нс убивают дифтерийные палочки длительное время, под действием прямого солнечного света палочки дифтерии гибнут в течение нескольких дней); значительно устойчивы во внешней среде и длительно сохраняют жизнеспособность в дифтерийной пленке, в капельках слюны, на ручках дверей, детских игрушках до 15 дней; в пыли, на полу, на предметах в окружении больного до 18—40 дней; в сухой дифтерийной плёнке до 7 недель; в воде выживают в течение 6—20 дней. Корннебактерии дифтерии не устойчивы к действию физических и химических обеззараживающих средств и разрушаются под действием обычных дезинфектантов в обычных концентрациях (3—

5 %) при экспозиции 30 мин; погибают при нагревании до 60 °С в течение 10 мин, кипячение убивает их моментально.

Источник