мук 1057 01 питьевая вода с дополнениями

17.04.202223.04.2022 admin 0 Comments

Методические указания МУ 2.1.4.1057-01 «Организация внутреннего контроля качества санитарно-микробиологических исследований воды» (утв. Главным государственным санитарным врачом РФ 6 июля 2001 г.) (с изменениями и дополнениями)

Питьевая вода и водоснабжение населенных мест

2.1.4. Методические указания МУ 2.1.4.1057-01
«Организация внутреннего контроля качества санитарно-микробиологических исследований воды»
(утв. Главным государственным санитарным врачом РФ 6 июля 2001 г.)

С изменениями и дополнениями от:

1. Область применения

Настоящие методические указания являются первым опытом обобщения научных данных и практических рекомендаций международных и отечественных документов в этой области, а также результатов их использования в производственных условиях.

Авторы рассматривают представленный документ как один из этапов совершенствования организации внутреннего контроля в отношении качества микробиологических исследований.

Методические указания представляют собой свод отдельных методик и процедур контроля качества, выполняемых на различных этапах микробиологических исследований, и направлены на их унификацию в целях получения надежных и сопоставимых результатов анализа.

Данные методические указания являются обязательными для выполнения лабораториями, аккредитованными (аттестованными) на проведение санитарно-микробиологических исследований воды. Руководство по качеству аккредитованной испытательной лаборатории должно включать или иметь ссылки на процедуры, описанные в методических указаниях.

Документальное представление результатов выполнения методик и процедур, содержащихся в методических указаниях, является неотъемлемой частью при подтверждении технической компетенции лабораторий, аккредитуемых в области микробиологических исследований воды.

2. Нормативные ссылки

1. ГОСТ 18963-73 «Вода питьевая. Методы санитарно-бактериологического анализа».

ГАРАНТ:

Приказом Ростехрегулирования от 15 октября 2009 г. N 457-ст применение на территории РФ ГОСТ 18963-73 прекращено с 1 июля 2011 г. в части раздела 1 «Метод отбора, хранения и транспортирования проб воды», в связи с утверждением и введением в действие ГОСТ Р 53415-2009 «Вода. Отбор проб для микробиологического анализа»

2. ГОСТ 26670-91 «Продукты пищевые. Методы культивирования микроорганизмов».

3. ГОСТ Р ISO/МЭК 17025-2000 «Общие требования к компетентности испытательных и калибровочных лабораторий».

4. ГОСТ Р 51446-99 (ISO 7218-96) «Микробиология. Продукты пищевые. Общие правила микробиологических исследований».

ГАРАНТ:

См. ГОСТ Р ИСО 7218-2008 «Микробиология пищевых продуктов и кормов для животных. Общие требования и рекомендации по микробиологическим исследованиям», утвержденный приказом Ростехрегулирования от 18 декабря 2008 г. N 480-ст

8. Методические рекомендации по контролю стерилизации с использованием индикаторов стерилизации НПФ «Винар» N 11-8\03-54 от 11.06.93-МЗ РФ.

9. МУ 2.1.4. Методические указания по внедрению и применению санитарных правил и норм СанПиН 2.1.4.559-96 «Питьевая вода. Гигиенические требования к качеству воды централизованных систем питьевого водоснабжения. Контроль качества».

10. МУК 4.2.1018-01 «Санитарно-микробиологический анализ питьевой воды».

11. МУК 4.2.557-96 «Методы микробиологического контроля продуктов детского питания и лечебного, их компонентов».

ГАРАНТ:

По-видимому, в тексте предыдущего абзаца допущена опечатка. Номер названных методических указаний следует читать как «МУК 4.2.577-96»

12. МУК 4.2.734-99 «Микробиологический мониторинг производственной среды».

14. Приказ N 720 Минздрава СССР от 31 июля 1978 г., п.4 «Мероприятия, обеспечивающие асептические условия при посевах».

15. Приказ Минздрава РФ от 07.02.00 N 45 «О системе мер по повышению качества клинических лабораторных исследований в учреждениях здравоохранения Российской Федерации».

ГАРАНТ:

Взамен вышеназванного Руководства действует Руководство Р 3.5.1904-04 «Использование ультрафиолетового бактерицидного излучения для обеззараживания воздуха в помещениях», утвержденное Главным государственным санитарным врачом РФ 4 марта 2004 г.

17. Руководство 2.2.755-99 «Гигиенические критерии оценки и классификации условий труда по показателям вредности и опасности факторов производственной среды, тяжести и напряженности трудового процесса».

ГАРАНТ:

Взамен Руководства Р.2.2.755-99 действует Р 2.2.2006-05 «Руководство по гигиенической оценке факторов рабочей среды и трудового процесса. Критерии и классификация условий труда», утвержденное Главным государственным санитарным врачом РФ 29 июля 2005 г.

18. Сборник инструкций по общим методам контроля стерильности, физико-химических свойств, пирогенности, на отсутствие контаминирующих агентов и токсичности медицинских иммунобиологических препаратов. Утв. приказом МЗ СССР N 31 от 13.01.83.

24. ФС 42-3504-97 «Питательная среда для выделения энтеробактерий сухая (агар Эндо)».

25. ФС 42-3588-98 «Питательная среда для выделения сальмонелл сухая (висмут-сульфит агар)».

Использованные документы международного уровня указаны в разделе «Библиография».

3. Термины и определения

Информация об изменениях:

Изменением 1 в раздел 4 настоящих Методических указаний внесены изменения

4. Общие положения организации внутреннего контроля качества санитарно-микробиологического исследования воды

Ведущим аспектом деятельности современной лаборатории является разработка Системы качества и обеспечение ее функционирования.

Согласно МУ 2.1.4.682-97 по внедрению и применению СанПиН 2.1.4.559-96, внутрилабораторный (внутренний) контроль качества является обязательным звеном в обеспечении качества исследований воды.

Особенностью санитарно-микробиологических исследований воды является необходимость количественной оценки полученного результата.

Специфика объекта микробиологических исследований, живого микроорганизма, обладающего индивидуальными (родовыми, видовыми, штаммовыми) свойствами и особенностями жизнедеятельности в условиях водной среды, создает независящие от исследователя проблемы в оценке точности количественного результата и обусловливает погрешность микробиологических методов, достигающую сотен процентов.

К наиболее значимым объективным факторам, влияющим на результат анализа, относятся следующие:

— Неравномерность распределения микроорганизмов, обусловливающая разброс данных при анализе двух одинаковых объемов одной пробы воды.

— Способность адсорбироваться на взвешенных веществах с образованием трудноразделимых в процессе взбалтывания комплексов, которые при посевах могут регистрироваться как один микроорганизм.

— Влияние сопутствующих микробов-антагонистов, тормозящих развитие искомых микроорганизмов при их наличии в анализируемой пробе воды.

— Возможное присутствие в исследуемой воде посторонних химических веществ либо образование их соединений с компонентами питательной среды, которые могут угнетать /стимулировать/ рост исследуемых микроорганизмов, а также влиять на изменение видовых биохимических идентификационных признаков.

— Нахождение микроорганизма в «стрессовом» состоянии под воздействием неблагоприятных условий водной среды, в результате которого затормаживается его способность к развитию.

Исходя из этого, основной задачей микробиологических исследований является создание оптимальных условий для развития выделяемого микроорганизма в целях получения надежных, сопоставимых количественных результатов.

Организация внутреннего контроля качества на всех этапах выполнения микробиологического анализа воды является основой получения качественного результата.

Основные направления организации внутреннего контроля качества:

1. Контроль за соблюдением требований к условиям проведения анализа: (лабораторные помещения, воздушная среда, температурные режимы инкубации и хранения, режимы дезинфекции и стерилизации и т.д.).

2. Выполнение регламентированных процедур ведения тестовых культур.

3. Контроль качества питательных сред.

5. Контроль качества дистиллированной воды.

6. Оценка достоверности качественного результата путем использования заведомо положительных и отрицательных контролей.

7. Оценка доверительных границ полученного количественного результата.

8. Систематический анализ результатов контрольных процедур в целях совершенствования руководства по качеству.

Структура организации внутреннего контроля качества, периодичность и частота выполняемых процедур представлены в прилож. 1, 2.

Описание процедур контроля соблюдения требований к условиям проведения анализа, ведения эталонных бактериальных культур, контроля качества питательных сред и фильтрующих материалов, постановки положительных и отрицательных контролей и др. представлены в тексте методических указаний и иллюстрированы в приложениях.

Документальное оформление результатов проведенных контрольных процедур осуществляется в произвольной форме, удобной исполнителю и наглядной для других специалистов, привлекаемых к участию в различных комиссиях по проверке работы лаборатории (по аттестации, аккредитации и др.). При этом могут быть использованы журнальные формы учета или формы отдельных контрольных листов, которые впоследствии брошюруются за определенный период времени (месяц, квартал, год) в зависимости от кратности и вида контроля.

Регистрация и хранение контрольных результатов могут осуществляться на электронных носителях.

Приведенные в приложении к методическим указаниям некоторые учетные формы носят информационный характер и даны в качестве возможного варианта учета результатов. Исключение составляют прилож. 4 и 8.1, в которых приведены формы учета, утв. Минздравом России.

В информационном прилож. 11 представлен перечень современного оборудования, применение которого будет способствовать повышению качества выполняемых санитарно-микробиологических исследований воды и надежности получаемых результатов.

Обязательным разделом внутреннего контроля качества является проведение периодического, но не реже 1 раза в год, анализа результатов выполненных контрольных процедур, с учетом которого осуществляется корректировка руководства по качеству испытательной лаборатории.

Обеспечение качества выполняемых исследований возможно только при наличии квалифицированного персонала. К работе по выполнению санитарно-микробиологических анализов воды допускаются специалисты с высшим и средним специальным медицинским/биологическим (микробиологическим) образованием, проходящие не реже 1 раза в пять лет курс повышения квалификации в объеме, определенном Минздравом России для бактериологов, с выдачей удостоверения установленного образца.

Требования к набору помещений и их размещению, организации и безопасности работ микробиологических лабораторий с патогенными биологическими агентами изложены в санитарных правилах «Безопасность работы с микроорганизмами III-IV групп патогенности и гельминтами». СП 1.2.731-99.

Требования к процедурам выполнения исследований и метрологическому обеспечению оборудования представлены в соответствующих нормативных документах и не являются предметом рассмотрения данных методических указаний.

Вопрос оценки достоверности количественных результатов микробиологических исследований воды на сегодняшний день в России остается не решенным. Действующий ГОСТ 27384-87, представляющий нормы погрешностей для бактериологических исследований воды, не обеспечивает возможности оценки получаемых результатов, т.к. входит в противоречие с реальными методиками анализа.

В случае возникновения проблем сопоставимости и достоверности результатов санитарно-микробиологических исследований воды ориентировочную оценку можно получить обращением к табл. ГОСТа 51446-99 «Продукты пищевые. Общие правила микробиологических исследований», разработанного на основе международного документа ИСО 7218:96.

5. Контроль температурных режимов инкубации и хранения

5.1. Процедура контроля температуры в термостатах

Контроль температуры в термостатах проводят ежедневно перед началом работы.

Для контроля используют поверенные термометры.

Цена деления термометра не должна превышать половины величины допустимого отклонения температуры инкубации, определенного нормативно-методической документацией. Например: для температуры 37°С допустимое отклонение температуры составляет +-1°С. Для контроля температуры в термостате, поддерживающем данную температуру, необходимо использовать термометры с ценой деления не более 0,5°С. Соответственно, для температуры 44°С, при допустимом отклонении температуры +-0,5°С, цена деления контрольного термометра не должна превышать 0,25°С.

Для устранения искажения показаний термометра из-за быстрого изменения температуры в термостате при открывании дверцы, термометр помещают в пробирку с глицерином либо с расплавленным парафином. После застывания парафина подготовленный термометр можно размещать в горизонтальном положении.

Термометр размещают в центре камеры. При выявлении в процессе аттестации термостата экстремальных точек, термометры размещают в экстремальных точках.

Ежедневно перед началом работы снимают показания контрольного термометра, результаты измерений заносят в журнал (контрольный лист) и заверяют подписью исполнителя (прилож. 3).

В журнале для каждого термостата должно быть отмечено допустимое отклонение температуры с учетом требований методов, для исполнения которых используется конкретный термостат.

В случае превышения допустимых отклонений температуры сотрудник, проводящий регистрацию, должен немедленно сообщить об этом руководителю подразделения для принятия мер.

5.2. Процедура контроля температуры в холодильниках

Контроль температуры в холодильниках проводят один раз в неделю. Температура в холодильнике должна быть в пределах (4-8) °С. Для контроля используют поверенные термометры, подготовленные как указанно в п.5.1.

Термометр помещают в центр камеры холодильника.

Один раз в неделю перед началом работы снимают показания контрольных термометров, результаты измерений заносят в журнал (контрольный лист) и заверяют подписью исполнителя (прилож. 3).

В случае превышения допустимых отклонений температуры сотрудник, проводящий регистрацию, должен поставить в известность руководителя подразделения и провести регулировку для компенсации выявленных отклонений. Регулировку проводят переводом регулятора температуры холодильника в нужное положение. После приведения температуры до уровней допустимых значений, двукратно, через 4 часа и на следующий день, проводят регистрацию температуры.

После приведения к норме режима работы холодильника переходят к обычной схеме контроля температуры.

6. Контроль качества стерилизации и дезинфекции

6.1. Процедура контроля режимов паровой и суховоздушной стерилизации

Для контроля режимов стерилизации необходимо использовать три вида контроля.

Источник

1. Область применения

2. Нормативные ссылки

1. ГОСТ 18963-73 «Вода питьевая. Методы санитарно-бактериологического анализа».

2. ГОСТ 26670-91 «Продукты пищевые. Методы культивирования микроорганизмов».

3. ГОСТ Р ISO/МЭК 17025-2000 «Общие требования к компетентности испытательных и калибровочных лабораторий».

4. ГОСТ Р 51446-99 (ИСО 7218-96) «Микробиология. Продукты пищевые. Общие правила микробиологических исследований».

9. МУ 2.1.4.682-97. Методические указания по внедрению и применению санитарных правил и норм СанПиН 2.1.4.559-96 «Питьевая вода. Гигиенические требования к качеству воды централизованных систем питьевого водоснабжения. Контроль качества».

10. МУК 4.2.1018-01 «Санитарно-микробиологический анализ питьевой воды».

11. МУК 4.2.557-96 «Методы микробиологического контроля продуктов детского питания и лечебного, их компонентов».

12. МУК 4.2.734-99 «Микробиологический мониторинг производственной среды».

14. Приказ № 720 Минздрава СССР от 31 июля 1978 г., п. 4 «Мероприятия, обеспечивающие асептические условия при посевах».

15. Приказ Минздрава РФ от 07.02.00 № 45 «О системе мер по повышению качества клинических лабораторных исследований в учреждениях здравоохранения Российской Федерации».

24. ФС 42-3504-97 «Питательная среда для выделения энтеро-бактерий сухая (агар Эндо)».

25. ФС 42-3588-98 «Питательная среда для выделения сальмонелл сухая (висмут-сульфит агар)».

Использованные документы международного уровня указаны в разделе «Библиография».

3. Термины и определения

4. Запас эталонной культуры — культура эталонного штамма в условиях длительного хранения (-70 °С, жидкий азот).

5. Культура для целевого использования — культура эталонного штамма, прошедшая не более 2 пассажей после высева со среды временного хранения (из запасов рабочей культуры), предназначенная для использования в анализе.

6. Лиофилизированная культура — лиофильно высушенная культура эталонного штамма.

8. Посевная — рабочее помещение, предназначенное для выполнения первого этапа санитарно-микробиологического исследования воды: концентрирования, разведения и/или посева в питательные среды.

9. Посевная доза — объем конкретного разведения, содержащий необходимое для посева количество жизнеспособных клеток тестового микроорганизма.

10. Разбавитель — жидкость определенного состава, служащая для приготовления серийных разведений исследуемой воды или модельных бактериальных культур.

11. Субкультура — культура бактерий, полученная путем пассажа через полноценные питательные среды.

4. Общие положения организации внутреннего контроля качества санитарно-микробиологического исследования воды

К наиболее значимым объективным факторам, влияющим на результат анализа, относятся следующие:

· Неравномерность распределения микроорганизмов, обусловливающая разброс данных при анализе двух одинаковых объемов одной пробы воды.

· Способность адсорбироваться на взвешенных веществах с образованием трудноразделимых в процессе взбалтывания комплексов, которые при посевах могут регистрироваться как один микроорганизм.

· Влияние сопутствующих микробов—антагонистов, тормозящих развитие искомых микроорганизмов при их наличии в анализируемой пробе воды.

· Возможное присутствие в исследуемой воде посторонних химических веществ либо образование их соединений с компонентами питательной среды, которые могут угнетать/стимулировать/рост исследуемых микроорганизмов, а также влиять на изменение видовых биохимических идентификационных признаков.

· Нахождение микроорганизма в «стрессовом» состоянии под воздействием неблагоприятных условий водной среды, в результате которого затормаживается его способность к развитию.

· Исходя из этого, основной задачей микробиологических исследований является создание оптимальных условий для развития выделяемого микроорганизма в целях получения надежных, сопоставимых количественных результатов.

· Организация внутреннего контроля качества на всех этапах выполнения микробиологического анализа воды является основной получения качественного результата.

Основные направления организации внутреннего контроля качества:

2. Выполнение регламентированных процедур ведения тестовых культур.

3. Контроль качества питательных сред.

5. Контроль качества дистиллированной воды.

7. Оценка доверительных границ полученного количественного результата.

Структура организации внутреннего контроля качества, периодичность и частота выполняемых процедур представлены в прил. 1, 2.

Регистрация и хранение контрольных результатов могут осуществляться на электронных носителях.

Приведенные в приложении к методическим указаниям некоторые учетные формы носят информационный характер и даны в качестве возможного варианта учета результатов. Исключение составляют прил. 4 и 8.1, в которых приведены формы учета, утвержденные Минздравом России.

В информационном прил. 11 представлен перечень современного оборудования, применение которого будет способствовать повышению качества выполняемых санитарно-микробиологических исследований воды и надежности получаемых результатов.

Вопрос оценки достоверности количественных результатов микробиологических исследований воды на сегодняшний день в России остается не решенным. Действующий ГОСТ 27384-87, представляющий нормы погрешностей для бактериологических исследований воды, не обеспечивает возможности оценки получаемых результатов, так как входит в противоречие с реальными методиками анализа.

В случае возникновения проблем сопоставимости и достоверности результатов санитарно-микробиологических исследований воды ориентировочную оценку можно получить обращением к табл. ГОСТ 51446-99 «Продукты пищевые. Общие правила микробиологических исследований», разработанного на основе международного документа ИСО 7218-96.

5. Контроль температурных режимов инкубации и хранения

Контроль температуры в термостатах проводят ежедневно перед началом работы.

Для контроля используют проверенные термометры.

Цена деления термометра не должна превышать половины величины допустимого отклонения температуры инкубации, определенного нормативно-методической документацией. Например: для температуры 37 °С допустимое отклонение температуры составляет ±1 °С. Для контроля температуры в термостате, поддерживающем данную температуру, необходимо использовать термометры с ценой деления не более 0,5 °С. Соответственно, для температуры 44 °С, при допустимом отклонении температуры ±0,5 °С, цена деления контрольного термометра не должна превышать 0,25 °С.

Ежедневно перед началом работы снимают показания контрольного термометра, результаты измерений заносят в журнал (контрольный лист) и заверяют подписью исполнителя (прил. 3).

Термометр помещают в центр камеры холодильника.

После приведения к норме режима работы холодильника переходят к обычной схеме контроля температуры.

6. Контроль качества стерилизации и дезинфекции

Для контроля режимов стерилизации необходимо использовать три вида контроля.

Термический и химический контроль режима стерилизации проводится оператором парового стерилизатора, прошедшим курс специальной подготовки по безопасной эксплуатации автоклавов.

Биологический контроль осуществляется бактериологом лаборатории, проводящей санитарно-бактериологические исследования воды, или дезинфекционными станциями по заказу лаборатории.

Каждый цикл стерилизации

Обо всех случаях неудовлетворительного прохождения какого-либо из видов контроля стерилизации ответственный исполнитель информирует руководителя подразделения.

При неудовлетворительном прохождении контроля использование всей партии материалов запрещается. Материал требует повторной обработки. Для выяснения причин неудовлетворительной работы стерилизатор не используется.

Причину неудовлетворительной работы стерилизаторов устанавливают представители «Медтехники» или технических служб предприятия. После устранения причины процедуру контроля работы стерилизатора повторяют.

6.1.1. Химический тестовый контроль

Химический контроль проводят при каждом рабочем цикле. Для контроля используют бумажные индикаторы стерилизации (НПО «Винар») или тестовые химические вещества, рекомендованные в прил. 7.6 Санитарных правил 1.2.731-99.

Методика контроля паровой стерилизации

Число контрольных точек зависит от емкости камеры.

Емкость камеры парового стерилизатора (л)

Число контрольных точек в стерилизационной камере

Для стерилизаторов больших объемов тесты располагают согласно схеме, приводимой в инструкции по использованию индикаторов стерилизации.

Методика контроля суховоздушной стерилизации

Число контрольных точек зависит от емкости камеры.

Емкость камеры воздушного стерилизатора (л)

Число контрольных точек в стерилизационной камере

Свыше 80 однокамерные

Свыше 80 двухкамерные

Каждая контрольная точка должна быть расположена на расстоянии не ближе 5 см от стенок камеры.

По окончании цикла стерилизации ИС (ампулы с химическим тестовым веществом) извлекают из контрольных точек и сравнивают с эталоном. Цвет индикатора стерилизации светлее эталона или нерасплавленный химический тест в пробирке в какой-либо точке указывают на неэффективную стерилизацию. Результаты контроля заносят (вклеивают ИС) в журнал по регистрации режимов стерилизации и заверяют подписью сотрудника, осуществляющего контроль (прил. 4). Один раз в неделю результаты просматриваются и заверяются ответственным бактериологом.

6.1.2. Термический контроль

Термический контроль проводят 2 раза в месяц. Для контроля используют поверенный максимальный термометр с ценой деления не более 1 °С и диапазоном измерений, превышающим контролируемую температуру. Термометр размещают в середине стерил изационной камеры. После окончания цикла стерилизации и остывания термометра до комнатной температуры, снимают показания. Для определения истинного значения максимальной температуры цикла стерилизации к снятому с термометра показанию прибавляют соответствующую поправку, указанную в паспорте на данный термометр.

Результаты заносят в журнал по регистрации режимов стерилизации и заверяют подписями исполнителя и ответственного бактериолога (прил. 4).

6.1.3. Биологический контроль

Биологический контроль осуществляется 2 раза в год. При выполнении биологического контроля используют биотесты, в том числе коммерческие, предназначенные для конкретного вида паровой или суховоздушной стерилизации, разрешенные к применению Минздравом РФ.

Методика контроля
(на примере использования коммерческого набора Испытательного лабораторного центра Московского городского центра дезинфекции)

Процедуру контроля осуществляют в соответствии с паспортом биотеста. Пронумерованные пакеты с биотестами размещают в контрольных точках стерилизатора. Количество контрольных точек и правила размещения тестов указаны в п. 6.1.1. После завершения процесса стерилизации в пробирки с биотестами асептически вносят 0,5 мл цветной питательной среды, начиная со стерильной пробирки для контроля питательной среды и заканчивая контрольным гестом, не подвергавшимся стерилизации (контроль культуры). Далее осуществляют инкубацию пробирок согласно паспорту на набор.

После термостатирования проводят учет изменения цвета питательной среды. В отрицательном контроле (стерильная пробирка) цвет среды не должен измениться. В пробирке с контролем культуры цвет среды должен измениться на цвет, указанный в паспорте, что свидетельствует о наличии жизнеспособных спор.

Работа парового стерилизатора считается удовлетворительной, если цвет питательной среды во всех биотестах, подвергавшихся стерилизации остался неизменным. Если цвет изменился хотя бы в одном тесте, стерилизация признается неэффективной.

Результаты заносят в журнал по регистрации режимов стерилизации и заверяют подписью исполнителя (прил. 4).

Раздел составлен на основе:

Методических рекомендаций по контролю стерилизации с использованием индикаторов стерилизации НПФ «Винар» № 11-8\03-54 от 11.06.93 Министерства здравоохранения Российской Федерации.

В производственных лабораториях бактериологические исследования воздуха на обсемененность предусматривают определение общего содержания микроорганизмов в 1 м 3 воздуха.

Контроль воздуха на микробную обсемененность проводят в посевных комнатах, боксах или в ламинарных укрытиях перед началом проведения работ.

Контроль выполняет ответственный исполнитель.

Для контроля используют плотную полноценную неселективную среду (питательный агар, ГРМ-агар и др.) проверенной ранее серии. Проверка среды осуществляется как указано в разделе 11.

Контроль воздуха на обсемененность проводят седиментационным или аспирационным методом.

В двух точках посевной комнаты, бокса и (или) ламинарного шкафа ставят открытые чашки Петри с питательным агаром на 15 мин. После экспозиции чашки закрывают, переворачивают и помещают в термостат. Посевы инкубируют при температуре (37 ± 1) °С в течение (24 ± 2) часов. После инкубации проводят учет количества выросших колоний микроорганизмов.

Отбор проб воздуха проводят с помощью пробоотборных устройств для бактериологического анализа, зарегистрированных в Госстандарте Российской Федерации. Отбор пробы воздуха в количестве 100 л проводят согласно инструкции к пробоотборнику. После отбора пробы снимают чашку Петри и термостатируют при температуре (37 ± 1) °С в течение (24 ± 2) часов. После инкубации проводят учет количества выросших колоний микроорганизмов.

Использование аспирационного метода не допускается для контроля воздуха укрытий с ламинарным потоком.

Результат заносят в журнал регистрации микробной обсемененности воздуха и заверяют подписью исполнителя (прил. 5).

Допускается пророст не более 3 колоний на чашке при исследовании седиментационным методом и не выше 500 КОЕ/м 3 при использовании аспирационного метода. При превышении указанных уровней общего содержания микроорганизмов немедленно извещают руководителя подразделения. Работы в боксах приостанавливают. Проводят внеплановую генеральную уборку бокса с обработкой всех поверхностей с использованием дезинфицирующих средств и обеззараживанием воздуха ультрафиолетовым облучением. После окончания мероприятий контроль микробной обсемененности воздуха повторяют. При повторном получении неудовлетворительных результатов производят оценку эффективности применения ультрафиолетового бактерицидного излучения для обеззараживания воздуха как указано в разделе 6.4.

Лаборатории центров Госсанэпиднадзора для контроля микробной обсемененности воздуха руководствуются соответствующими приказами Минздрава (№ 720 и др.).

Раздел составлен на основе:

МУК 4.2.734-99 «Микробиологический мониторинг производственной среды»;

приказа МЗ СССР № 720 от 31.07.78 «Об улучшении медицинской помощи больным с гнойными хирургическими заболеваниями и усилении мероприятий по борьбе с внутрибольничной инфекцией».

В производственных лабораториях бактериологическое исследование микробной обсемененности поверхностей помещений и оборудования проводится с целью проверки эффективности их дезинфекции и направлено на обнаружение общих и термотолерантных колиформных бактерий.

Исследование проводят перед работой методом смыва, не реже одного раза в месяц. Смывы проводят с поверхности рабочих столон на каждом рабочем месте, с дверных ручек, наружных деталей приборов, со стен бокса.

Для контроля используют:

пробирки с 5 мл стерильной 1 %-ной пептонной воды, в пробки которых вмонтированы стерильные ватные тампоны на палочках. Тампоны не должны смачиваться питательной средой;

· среду Энд о проверенной ранее серии (раздел 11 ).

1 %-ную пептонную воду предварительно проверяют на стерильность. Для этого 2 пробирки от приготовленной партии среды инкубируют при температуре 37 °С в течение 24 часов. Учитывают наличие (отсутствие) пророста среды.

В зависимости от применяемого дезинфицирующего агента в качестве нейтрализатора используют стерильные растворы следующих химических веществ:

После инкубации проводят высев из 1 %-ной пептонной воды на среду Эндо.

При отсутствии роста на контрольной чашке и наличии роста в посевах смывов, дальнейшее исследование проводят согласно МУК по санитарно-микробиологическому анализу воды.

Результат заносят в журнал по регистрации микробной обсемененности поверхностей и заверяют подписью исполнителя.

Обнаружение микроорганизмов в смывах с исследуемых поверхностей свидетельствует об их неадекватной дезинфекции. В этом случае, извещают руководителя подразделения и выясняют возможные причины неэффективной дезобработки поверхностей.

Лаборатории центров Госсанэпиднадзора для контроля микробной обсемененности поверхностей руководствуются соответствующими приказами Минздрава (№ 720 и др.), согласно которым предусматривается выявление стафилококка, синегнойной палочки, бактерий группы кишечной палочки и, строго по показаниям, аэромонад.

Раздел составлен на основе:

МУК 4.2.734-99 «Микробиологический мониторинг производственной среды»;

руководства Минздрава России Р 3.1.683-98 «Использование ультрафиолетового излучения для обеззараживания воздуха и поверхностей в помещениях»;

Качество обеззараживания воздуха ультрафиолетовым облучением зависит от мощности бактерицидного излучения. Мощность бактерицидного излучения определяется количеством облучателей и эффективностью их функционирования.

В связи с тем, что количество облучателей определяют при организации лаборатории согласно требованиям, предъявляемым к помещениям данного назначения, методика расчета количества установок для ультрафиолетового облучения в настоящем документе не рассматривается. Правильность расчета можно проверить по паспорту на используемый бактерицидный облучатель (УФ-лампы) или согласно руководству МЗ РФ Р.3.1.683-98 «Использование ультрафиолетового излучения для обеззараживания воздуха и поверхностей в помещениях»

Для обеспечения качественной работы ультрафиолетовых ламп необходимо:

· фиксировать дату начала эксплуатации, вести учет времени работы лампы, вносить коррективы времени экспозиции и осуществлять замену согласно отработанному ресурсу лампы;

· не менее 1 раза в месяц протирать лампы от пыли. Эффективность ультрафиолетового облучения помещения оценивают по результатам микробной обсемененности воздуха.

В случаях пророста на чашках более 3 колоний или обсемененности воздуха > 500 КОЕ/м 3 выполняют внеплановую генеральную уборку бокса с обработкой всех поверхностей с использованием дезинфицирующих средств и обеззараживанием воздуха ультрафиолетовым облучением.

После окончания мероприятий контроль микробной обсемененности воздуха повторяют.

Если при повторном определении уровень обсемененности воздуха снова превышает нормативы, определяют бактерицидную эффективность облучения.

Бактерицидная эффективность является процентным выражением степени снижения микробной обсемененности воздуха после ультрафиолетового облучения.

Для расчета бактерицидной эффективности производят определение микробной обсемененности воздуха аспирационным методом, как указано в п. 6.2, до и после облучения. Бактерицидную эффективность рассчитывают по формуле:

· Применение ультрафиолетового бактерицидного излучения для обеззараживания воздуха считают эффективным, если бактерицидная эффективность составляет не менее 99 %.

При получении неудовлетворительных результатов контроля ставят в известность руководителя лаборатории и принимают меры по выяснению причин недостаточной эффективности обеззараживания.

Если установленная бактерицидная эффективность ультрафиолетового облучения в пределах нормы, а микробная обсемененность воздуха превышает нормативы, необходимо выяснить источник контаминации воздуха.

Раздел составлен на основе:

руководства Минздрава России Р 3.1.683-98 «Использование ультрафиолетового излучения для обеззараживания воздуха и поверхностей в помещениях».

Контроль стерильности фильтровальных установок проводят перед началом посева методом мембранной фильтрации.

Для контроля используют:

· плотную полноценную неселективную среду (питательный агар, ГРМ-агар и др.) проверенной ранее серии (раздел 11);

· стерильную водопроводную воду;

· спирт ректификат 96°-ный.

Накануне исследования питательный агар проверенной серии разливают в чашки Петри слоем не менее 2 мм и проверяют на стерильность. Для этого одну чашку из приготовленной среды инкубируют при температуре 37 °С в течение 24 часов. При наличии роста микроорганизмов приготовленную среду выбраковывают.

Фильтровальные воронки устанавливают в гнезда фильтровальных столиков. Внутренние поверхности воронки фильтровальной установки смачивают 96°-ным спиртом и фламбируют. После сгорания спирта и остывания воронок одну из воронок снимают. С помощью стерильного пинцета помещают фильтрующий материал на основание держателя фильтра, затем снова присоединяют фильтровальную воронку.

При отключенном вакууме воронку заполняют стерильной водой таким образом, чтобы вода обмыла внутренние стенки воронки. Объем стерильной воды должен составлять не менее половины максимального объема воронки.

Включают вакуум и отфильтровывают содержимое воронки. Вакуум отключают, снимают фильтровальную воронку и стерильным пинцетом переносят фильтрующий материал с основания на чашку со средой. Между фильтрующим материалом и поверхностью агара не должно быть пузырьков воздуха. Чашки с посевами переворачивают и инкубируют в термостате при (37 ± 1) °С в течение (24 ± 2) ч.

Рост микроорганизмов свидетельствует о неэффективной обработке фильтровальной установки. Результаты заносят в журнал контроля стерильности фильтровальных установок и визируют подписью сотрудника, выполнившего контроль (прил. 6). Обо всех случаях нестерильности фильтровальных установок ставят в известность руководителя подразделения.

Контролю подвергаются все виды флаконов, используемые для отбора проб: стеклянные многоразового использования после стерилизации и пластиковые одноразового использования, поступающие стерильными от производителя.

Условия проведения испытаний в значительной мере обусловливают качество данного вида контроля. В этой связи его неотъемлемой частью является следующий комплекс мероприятий.

1. Анализ проводят в боксе для разливки сред или в посевных комнатах (боксах) для посева питьевой воды.

Спецодежду для проведения анализа (халат, шапочку, четырехслойную марлевую маску) стерилизуют. Режим стерилизации спецодежды: автоклавирование при температуре (120 ± 1) °С в течение 45 минут или при температуре (132 ± 2) °С в течение 20 минут.

Перед входом в бокс сотрудник, проводящий испытания, тщательно моет руки теплой водой с мылом и щеткой, вытирает стерильно полотенцем, одевается в стерильный халат, шапочку, маску, надевает перчатки, обрабатывает их 70 %-ным этиловым спиртом.

При наличии ламинарного укрытия исследование выполняют в спецодежде с использованием стерильных перчаток.

Во время испытаний проводят контроль воздуха на обсемененность в соответствии с процедурой, описанной в п. 6.2. Результаты контроля заносят в протокол испытания.

Контроль обсемененности стеклянных флаконов для отбора проб

Целью проведения данного вида контроля является выборочный контроль качества подготовки посуды в отношении различных по устойчивости микроорганизмов, учитываемых при проведении анализа питьевой воды: контроль на общую обсемененность, контроль на наличие спор сульфитредуцирующих клостридий.

При проведении контроля режимов суховоздушной стерилизации в полном объеме (биологический, термический, химический) с рекомендуемой периодичностью, контроль обсемененности стеклянных флаконов для отбора проб в зависимости от объема стерилизуемых партий проводят не реже 1 раз в квартал.

Для каждого вида анализа отбирают флаконы в количестве 1 %, но не менее 3 от общего количества партии стерилизованной посуды. Партией флаконов считают все флаконы, прошедшие стерилизацию за один цикл работы одного стерилизатора.

В случае получения результата, свидетельствующего о нестерильности хотя бы одного флакона, все партии флаконов, прошедшие обработку в данном стерилизаторе, бракуют. Забракованные партии флаконов подлежат повторной стерилизации. Выясняют возможные причины нарушения стерильности. Проводят комплексную проверку стерилизатора с одновременным использованием химического, термического (в 5 точках) и биологического контроля согласно п. 6.1.

Для контроля используют:

· жидкую полноценную неселективную среду (питательный бульон, ГРМ-бульон и др.), проверенной ранее серии (раздел 11);

· плотную полноценную неселективную среду (питательный агар, ГРМ-агар и др.), проверенной ранее серии (раздел 11);

· железосульфитный агар, приготовленный согласно МУК 4.2.1018-01, либо зарубежные аналоги, предназначенные для определения сульфитредуцирующих клостридий в воде;

· стерильный фильтрующий материал для микробиологических целей (мембранные фильтры, аналитические трековые мембраны и другие фильтрующие материалы с диаметром пор не более 0,45 мкм и размером диска 35 или 47 мм), проверенной ранее партии (раздел 12);

· стерильные чашки Петри диаметром 90 мм;

· стерильную водопроводную воду;

· спирт ректификат 96°-ный для фламбирования;

· спирт ректификат 70 %-ный для дезинфекции.

Контроль на общую обсемененность

В исследуемые флаконы вносят питательный бульон в количестве 20 % от объема флакона (например, во флакон 500 мл вносят 100 мл питательного бульона). Флаконы закрывают стерильными резиновыми (силиконовыми) пробками.

Переворачиванием или встряхиванием флаконов трехкратно обмывают всю внутреннюю поверхность флакона, включая пробку. Инкубацию посевов проводят в этих же флаконах при (37 ± 1) °С в течение (48 ± 2) часа. При видимом росте (помутнение бульона) в каком-либо флаконе результат учитывают как «не стерильно». При сохранении прозрачности питательного бульона проводят контроль пророста бульона: из каждого флакона отбирают по 1 мл содержимого, вносят в 2 стерильные чашки Петри и заливают питательным агаром. Параллельно для контроля стерильности используемого питательного агара стерильную чашку Петри заливают тем же питательным агаром (отрицательный контроль). Чашки с посевами инкубируют при температуре 37 °С в течение 48 часов.

Наличие бактериального роста при условии отсутствия роста микроорганизмов в отрицательном контроле свидетельствует о нестерильности флакона. Результаты заносятся в протокол исследования.

Контроль на наличие спор сульфитредуцирующих клостридий

В исследуемые флаконы вносят стерильную водопроводную воду в количестве 20 % от объема флакона (например, во флакон 500 мл вносят 100 мл воды). Флаконы закрывают стерильными резиновыми пробками.

Переворачиванием или встряхиванием флаконов трехкратно обмывают (смачивают) всю внутреннюю поверхность флакона, включая пробку. Фильтровальную установку фламбируют, после чего производят фильтрацию 100 мл стерильной водопроводной воды (отрицательный контроль), затем через другой фильтрующий материал без дополнительного обжига установки фильтруют весь объем смыва с флакона.

Дальнейшие исследования обоих фильтров («смыва» и «контроля») выполняют аналогично по схеме анализа на выявление спор сульфитредуцирующих клостридий по МУК 4.2.1018-01.

Наличие роста колоний сульфитредуцирующих клостридий при отсутствии роста в отрицательном контроле свидетельствует о нестерильности флакона. Результаты заносятся в протокол исследования.

Раздел составлен на основе:

МУ 24-92 Министерства медицинской промышленности «Контроль стерильности материалов первичной упаковки».

7. Контроль качества дистиллированной воды

В микробиологических исследованиях воды дистиллированная вода используется для приготовления питательных сред, различных растворов, мытья лабораторной посуды, заправки паровых стерилизаторов.

Дистиллированная вода, применяемая в микробиологических лабораториях, должна соответствовать требованиям ГОСТ 6709-72 и проходить контроль не реже 1 раза в месяц.

Хранить дистиллированную воду следует в стеклянных или пластиковых бутылях, желательно с нижним сливом, закрытых крышками или пробками.

В качестве оптимального варианта для приготовления питательных сред, а также реактивов, используемых непосредственно в анализе, предлагается применение бидистиллированной или деминерализованной воды.

Об этом необходимо помнить при использовании для приготовления питательных сред дистиллированной воды, полученной с помощью дистилляторов и контролируемой по ГОСТ 6709-72.

При использовании деминерализованной воды необходимо обращать внимание на содержание микроорганизмов, которые могут размножаться на фильтрах, и при прохождении через ионообменник попадать в воду. При высокой контаминации воды микроорганизмами продукты их жизнедеятельности могут оказывать ингибирующее действие на рост исследуемых микроорганизмов. Наиболее адекватным методом контроля в этих случаях является определение общего числа микроорганизмов, выросших на питательном агаре при температуре 22 °С в течение 72 часов.

При приобретении установок деионизированной воды для микробиологических анализов, необходима консультация с производителями в целях выбора способов обработки, предотвращающих вторичное микробное загрязнение воды.

Раздел составлен на основе:

ГОСТ 51446-99 (ИСО 7218-96) «Микробиология. Продукты пищевые. Общие правила микробиологических исследований»;

ISO 7218:1996 «Микробиология продуктов питания и кормов для животных. Общие правила микробиологических исследований»;

ISO 3696-87 «Вода для аналитических лабораторных исследований. Спецификация и методы испытания»;

ISO 9998:1991(Е) «Качество воды. Методы оценки и контроля микробиологического подсчета колоний в средах с применением тестов качества воды».

8. Требования к подготовке лабораторной посуды

Одним из факторов, оказывающих влияние на результаты проводимых исследований воды, является недостаточная чистота посуды.

Вся лабораторная посуда, вышедшая после проведения исследования (чашки, колбы, пробирки со средами), помешается в специальные биксы или ведра с крышками и обеззараживается автоклавированием при 126 °С в течение 60 мин или 132 °С в течение 20 мин. Категорически запрещается освобождать использованную посуду от содержимого (питательных сред, растворов с посевами) до обеззараживания.

В исключительных случаях допускается обеззараживание кипячением в 2 %-ном растворе пищевой соды или 0,5 %-ном растворе нейтрального моющего средства в течение 60 мин с момента закипания. Кипячение должно происходить в закрытой емкости с полным погружением в раствор.

Отработанные пипетки обеззараживают в высоком сосуде с полным погружением в дезраствор. Продолжительность обеззараживания зависит от применяемого дезсредства.

Для мытья посуды необходимо применять нейтральные моющие средства: лучше всего применять жидкое моющее средство «Прогресс». Допустимо также использовать с этой целью нейтральные синтетические моющие средства, не содержащие биодобавок (например, «Лотос», «Кристалл», «Эра»).

Схема мытья посуды для исследования воды

Перед мытьем обеззараженных пипеток удаляют «ватики», промывают водопроводной водой под давлением и кипятят в 1 %-ном растворе бикарбоната натрия в течение 45 мин, многократно промывают водопроводной, затем дистиллированной водой. Высушивают, вставляют «ватики» и стерилизуют в суховоздушном стерилизаторе в завернутом виде или пенале.

Обработка новой посуды

Проверка качества мытья лабораторной посуды

При обработке и мытье стеклянной лабораторной посуды используются моющие и дезинфицирующие средства, содержащие вещества, которые могут влиять на рост микроорганизмов. Контроль на наличие остаточных количеств моющих средств имеет важное значение.

Контроль чистоты мытья лабораторной посуды осуществляют путем визуального наблюдения и выборочного проведения тестов.

Стекло вымытой и высушенной посуды должно быть прозрачным, без подтеков, пятен и посторонних включений. При ополаскивании вымытой посуды вода стекает равномерно со стенок флаконов, пробирок, по поверхности чашек и пр.

Методика проверки качества промывки лабораторной посуды от моющих средств и подбора режима мытья посуды при использовании нового моющего средства, рекомендованная ИСО 9998:1991Е, приведена в прил. 12 в качестве справочной информации.

Подготовка посуды к использованию

Лабораторную посуду (флаконы, пробирки, бутылки, колбы) закрывают силиконовыми пробками. Поверх пробки (кроме пробирок) надевают бумажный (из фольги) колпачок. Бумажный колпачок обвязывают вокруг горлышка ниткой или закрепляют резиновым кольцом.

Чашки Петри, пипетки стерилизуют завернутыми в плотную оберточную бумагу или в пеналах.

При использовании специальной лабораторной посуды и расходных материалов (флаконов с завинчивающимися пробками, металлических или силиконовых колпачков, выдерживающих автоклавирование, микробиологических пробок многоразового использования и других материалов) следует руководствоваться рекомендациями производителя.

После стерилизации посуду хранят до использования в закрытом шкафу или ящиках с крышками не более 10 суток при ненарушенной упаковке или невскрытом пенале.

Пробирки и другую лабораторную посуду до стерилизации следует хранить в чистых коробках или ящиках столов, выложенных чистой фильтровальной бумагой. Сверху подготовленную посуду также следует прикрыть фильтровальной бумагой от пыли и случайной грязи.

Вымытые предметные стекла вытирают чистой салфеткой и помещают в склянку с притертой пробкой со смесью Никифорова (смесь этилового спирта и эфира в соотношении 1:1).

Обработка резиновых пробок

Новые пробки кипятят 30 мин в 2 %-ном растворе бикарбоната натрия, многократно промывают горячей проточной водопроводной водой (кипячение и промывание повторяют дважды). Затем пробки кипятят 30 мин в дистиллированной воде, промывают и высушивают.

Пробки, бывшие в употреблении, после кипячения в 2 %-ном растворе бикарбоната натрия ополаскивают проточной водопроводной водой, кипятят 30 мин в дистиллированной воде, ополаскивают дистиллированной водой, высушивают.

Резиновые пробки для флаконов заворачивают в бумагу или фольгу и стерилизуют автоклавированием.

Раздел составлен на основании:

МУК 4.2.577-96 «Методы микробиологического контроля продуктов детского питания и лечебного, их компонентов»;

Инструкции по микробиологическому контролю производства на предприятиях молочной промышленности, 1987;

приказа МЗ РФ № 309 «Об утверждении инструкции по санитарному режиму аптечных организаций (аптек)»;

9. Правила приготовления серийных разведений

Приготовление разведений необходимо:

· при исследовании загрязненных вод в целях снижения количества микроорганизмов на единицу объема, для обеспечения возможности наблюдения за их ростом или подсчетом колоний;

· для постановки исследований, требующих количественного учета используемых модельных микроорганизмов, например при количественной оценке качества питательных сред, фильтрующих материалов и т.д.

· Приемлемое для учета число микроорганизмов составляет:

Важным моментом в процедуре приготовления разведений является равномерность распределения внесенных микроорганизмов по объему разбавителя. Равномерность распределения достигается тщательным перемешиванием полученной смеси. Достичь более качественных результатов позволяет использование специальных приборов-встряхивателей.

В качестве разбавителей при приготовлении разведений используют:

Натрий хлористый 8,5 г

Дистиллированная вода 1000 мл

Натрий хлористый 8,5 г

Дистиллированная вода 1000 мл

Для приготовления разбавителя указанные компоненты растворяют в воде, при необходимости, с подогреванием. Доводят рН так, чтобы после стерилизации он был равен 7,0 ± 0,2 при 25 °С. Разливают разбавитель во флаконы. Стерилизуют при 121 °С в течение 20 мин. Помимо перечисленных выше разбавителей, для приготовления разведений исследуемой воды допускается применение стерильной водопроводной воды.

Методика выполнения разведений исследуемой воды

Разведения исследуемого образца воды следует готовить непосредственно перед анализом и использовать для инокуляции не позже 30 мин с момента приготовления. В стерильные пробирки, количество которых соответствует выбранной степени разбавления исследуемой воды, асептически вносят по 9 мл разбавителя. В первую из пробирок, содержащих 9 мл разбавителя, не касаясь стенок пробирки и поверхности разбавителя, пипеткой вносят 1 мл хорошо перемешанной пробы воды, тщательно встряхивают или перемешивают пипетированием.

Процедуру приготовления разведений продолжают по описанной схеме до получения суспензии с необходимой концентрацией исходного образца.

Методика приготовления суспензий с заданной концентрацией клеток тестовых микроорганизмов

Возможно приготовление бактериальной взвеси методом смыва выросшей культуры со скошенного агара 5 мл разбавителя.

Полученную взвесь микроорганизмов интенсивно встряхивают, добиваясь полного и равномерного распределения клеток. Мутность полученной взвеси сравнивают с мутностью оптического стандарта, который также предварительно тщательно встряхивают.

При визуальном несоответствии мутности приготовленной суспензии стандарту, ее доводят либо добавлением агаровой культуры, либо добавлением разбавителя. После каждого вносимого изменения суспензию тщательно встряхивают.

Для получения суспензии с нужной концентрацией тестового микроорганизма выполняют серийные разведения полученной стандартной суспензии описанным выше способом.

Для контроля правильности приготовления суспензии, правильности выполнения разведений и расчета заражающей дозы проводят контрольный высев. Выполнение контроля разведений и расчета заражающей дозы описаны в разделе 11.4.2.1.

Раздел составлен на основе:

ISO 6887-1983 «Общее руководство по приготовлению разведений для микробиологических исследований».

10. Процедура ведения эталонных бактериальных культур

Ведение эталонных культур обеспечивает максимальное сохранение типовых свойств штаммов, что достигается соблюдением принципов их культивирования, контроля и хранения.

Основные принципы ведения эталонных бактериальных культур:

· эталонные штаммы следует получать из официально признанной коллекции микроорганизмов;

· количество пассажей тестового микроорганизма на питательных средах с момента его восстановления до момента его целевого использования должно быть, по возможности, минимальным;

· движение культуры с момента ее восстановления после лиофилизации до целевого использования должно быть однонаправленным, т.е. запасы эталонной культуры не должны пополняться за счет (из) запасов рабочей культуры. Нежелательно пополнять запасы рабочей культуры путем получения ее субкультур;

· контроль эталонного штамма на соответствие паспортным данным и отсутствие диссоциации необходимо проводить перед закладкой на длительное хранение и перед восполнением запасов рабочей культуры;

· штаммы с измененными свойствами для дальнейшей работы не используют;

· для целевого использования пригодны культуры эталонного штамма, прошедшие с момента высева со среды для хранения запасов рабочей культуры не более 2 пассажей.

Данный раздел регламентирует вопросы культивирования, хранения и контроля эталонных культур, которые должны использоваться для обеспечения надлежащего качества исследований в практике лабораторий, выполняющих санитарно-микробиологические исследования воды.

В практике лабораторий, выполняющих санитарно-микробиологические исследования воды, используются следующие эталонные культуры микроорганизмов:

1. Е. coli М17-02 как положительный контроль биохимических тестов и отрицательный контроль реактива на оксидазу; для контроля фильтрующих материалов; для контроля качества питательных сред по биологическим показателям.

2. Pseudomonas aeruginosa или Pseudomonas fluorescens как положительный контроль реактива на оксидазу.

3. E. coli K12 F + Str-r для выполнения анализа на колифаги.

4. Фаг MS₂ для контроля способности рабочей культуры E. coli K12 F + Str-r лизироваться специфическим фагом.

С учетом различной технической и материальной обеспеченности лабораторий возможны два варианты ведения эталонных бактериальных культур:

без создания запаса эталонной культуры длительного хранения, не требующий специального оснащения;

с созданием запаса эталонной культуры длительного хранения с применением криоконсервации, который следует рассматривать как оптимальный.

Процесс ведения эталонных культур, в данном варианте, состоит из следующих блоков:

· восстановление и контроль лиофилизированной культуры;

· восполнение запаса рабочей культуры;

· подготовка культуры для целевого использования;

· контроль видовых и паспортных свойств.

Данный вариант культивирования и хранения эталонных культур аэробов и факультативных анаэробов отражен на схеме в прил. 7.1.

10.2.1. Восстановление лиофилизированной эталонной культуры

Оттянутый конец ампулы с лиофилизированной культурой нагревают над пламенем горелки. Влажным концом стерильного ватного тампона прикасаются к нагретой части, в результате чего появляются трещины. Конец ампулы накрывают трехслойной марлевой салфеткой, смоченной 70°-ным этиловым спиртом и хорошо отжатой и обламывают пинцетом.

Одну пробирку с посевом используют для постановки тестов на соответствие полученного штамма видовым, паспортным свойствам. Второй посев на скошенном питательном агаре используют для создания запасов рабочей культуры.

Культура с измененными свойствами в работу не допускается.

10.2.2. Создание запасов рабочей культуры

Одну из пробирок с культурой, предназначенной для восполнения рабочих запасов, маркируют и хранят отдельно. Запасы рабочей культуры желательно хранить в отдельном холодильнике.

10.2.3. Восполнение запасов рабочей культуры

Восполнение запасов рабочей культуры производится в конце третьего, шестого и девятого месяца с момента вскрытия ампулы (каждые 3 месяца).

Один из посевов используют для постановки тестов на соответствие полученного штамма видовым, паспортным свойствам. Второй посев на скошенном питательном агаре используют для восполнения запасов рабочей культуры.

При удовлетворительном прохождении контрольных тестов процедура закладки культуры на хранение осуществляется согласно п. 10.2.2. Восполнение запасов рабочей культуры проводят только 3 раза. По истечении года использования необходимо получить новую эталонную культуру из коллекции микроорганизмов.

10.2.4. Подготовка культуры для целевого использования в анализе

Культуру из одной пробирки используют по назначению с предварительной подготовкой согласно методическим документам. Вторая пробирка используется для получения культуры для работы на следующий (второй) день. При необходимости получения культуры тест-штамма на третий день высев снова производят с полужидкого агара.

Процесс ведения штаммов в данном варианте состоит из следующих блоков:

· восстановление и контроль лиофилизированной культуры;

· создание запаса эталонной культуры, хранение в условиях крио-консервации;

· создание запаса рабочей культуры;

· подготовка культуры для целевого использования;

· контроль видовых и паспортных свойств.

В отличие от широко распространенной методики ведения культур микроорганизмов, основанной на неограниченных последовательных (линейных) пересевах, данная схема ведения сводит до минимума количество пассажей эталонной культуры, проводимых от момента восстановления после лиофилизации до целевого использования. Такой подход позволяет сократить вероятность нежелательных мутаций, ведущих к потере эталонных свойств, или случайного загрязнения. Забракованная линия эталонной культуры может быть в любой момент заменена новой.

Графически оптимальный вариант культивирования и хранения эталонных бактериальных культур аэробов и факультативных анаэробов отражен на схеме и примерном календарном плане манипуляций в прил. 7.2, 7.3.

10.3.1. Восстановление и контроль лиофилизированной культуры

Восстановление и контроль лиофилизированной культуры проводят, как описано в п. 10.2.1.

10.3.2. Создание запасов эталонной культуры

Закладку запасов эталонной культуры на длительное хранение осуществляют единожды на весь период ее использования. Запасы эталонной культуры восполнению не подлежат.

Данный блок выполняет задачу накопителя биомассы эталонного штамма, что позволяет избежать необходимости восполнять запасы рабочей культуры за счет повторных пассажей эталонного штамма через питательные среды и удлиняет «срок службы» культуры, полученной из одной ампулы.

10.3.3. Создание запасов рабочей культуры

Один из посевов на скошенном питательном агаре используют для постановки тестов на соответствие полученного штамма паспортным (типовым) свойствам. Второй посев используют для создания запасов рабочей культуры.

При несоответствии штамма видовым и паспортным свойствам использование культуры не допускается. В этом случае необходимо разморозить еще одну емкость с эталонной культурой и подвергнуть ее аналогичному исследованию.

Если культура снова не прошла контроль, ее снимают с хранения и в дальнейшем не используют. Необходимо получить новую ампулу с эталонной культурой и начать процедуру ведения тестового штамма сначала.

Запасы рабочей культуры создают 1 раз в 3 месяца, используя для этой цели новую пробирку из запаса эталонной культуры. Повторное замораживание размороженной эталонной культуры запрещается. Запасы рабочей культуры желательно хранить в отдельном холодильнике.

10.3.4. Подготовка культуры для целевого использования

Подготовку культуры для целевого использования осуществляют как описано в п. 10.2.4.

10.4. Контроль эталонных бактериальных культур

Постановка контроля включает:

· оценку степени диссоциации культуры Е. coli M17-02;

· проверку видовых свойств бактериальных культур;

· проверку способности Е. coli K12 F + Str-r лизироваться специфичным фагом MS₂;

· проверку культуры Е. coli K12 F + Str-r на однородность и отсутствие загрязнения фагом.

10.4.1. Оценка степени диссоциации культуры Е. coli M17-02

Выбирают чашки, на которых выросло от 30 до 100 колоний. Проверку тест-штаммов на диссоциацию производят путем визуального просмотра изолированных колоний на чашках в прямом и косонаправленном свете через бинокулярную лупу или микроскоп на малом увеличении.

В R-форме колонии эшерихий более плоские, большего размера, неправильной формы с неровными краями и шероховатой, матовой поверхностью.

При наличии диссоциации (по размеру, S-R-диссоциация, др.) подсчитывают количество измененных колоний и общее количество просмотренных колоний. Общее количество просмотренных бактерий не должно быть менее 30. Затем рассчитывают процент диссоциации по формуле:

Если процент диссоциированных колоний превышает 25 %, то данная культура не пригодна для дальнейшего использования.

В связи с полиморфизмом колоний для штаммов Pseudomonas aeruginosa и Pseudomonas fluorescens, а также Е. coli K12 F + Str-r оценка R-S диссоциации не проводится.

10.4.2. Контроль видовых свойств Е. coli M17-02 и Е. coli K12 F + Str-r

После восстановления лиофилизированной культуры проводится типирование культуры по биохимическим свойствам до вида.

Идентификацию рекомендуется проводить с использованием тест-систем биохимической идентификации семейства Enterobacteriaceae, разрешенных к применению. При этом следует руководствоваться рекомендациями производителя. Правомочна постановка отдельных биохимических тестов.

Перед очередным ежеквартальным созданием запаса рабочей культуры оценку эталонного штамма Е. coli проводят путем подтверждения следующих основных свойств:

· отсутствие оксидазной активности;

· способности образовывать на среде Эндо характерные темно-красные (малиновые) колонии с металлическим блеском и отпечатком на среде;

· способность утилизировать глюкозу до кислоты и газа при температуре 37 °С в течение 24 часов.

Если культура не соответствует видовым свойствам или выявлено наличие посторонних микроорганизмов, то она не пригодна для дальнейшего использования.

10.4.3. Проверка чувствительности Е. coli K12 F + Str-r к фагу

Способность Е. coli K12 F + Str-r лизироваться специфичным фагом, являющимся основополагающим свойством тест-культуры, на котором основан метод определения колифагов в воде.

Контроль чувствительности Е. coli K12 F + Str-r к фагу осуществляется каждый раз, когда из запасов хранения берется новая пробирка с рабочей культурой на полужидком агаре.

Культура считается восприимчивой и пригодной для проведения анализов воды при наличии четких зон лизиса.

При отсутствии зон лизиса культура не пригодна для использования и подлежит замене.

10.4.4. Проверка культуры Е. coli K12 F + Str-r на загрязненность фагом

Посевы просматривают в проходящем свете. Культура должна давать равномерный газон роста. Наличие зон лизиса в контроле свидетельствует о загрязненности культуры фагами.

Загрязненная культура не пригодна для дальнейшего использования.

10.4.5. Контроль видовых свойств Pseudomonas aeruginosa и Pseudomonas fluorescens

Оценку эталонного штамма Pseudomonas aeruginosa и Pseudomonas fluorescens проводят путем подтверждения следующих свойств:

· наличия оксидазной активности;

· роста на ПБ в виде серебристой пленки на поверхности с образованием кольца сине-зеленого пигмента;

· наличия сине-зеленого пигмента пиоцианина при росте на ПА при 37 °С;

· способности роста на питательном агаре при 42 °С в течение 24 часов (для Pseudomonas aeruginosa);

· способности роста на питательном агаре при 4 °С в течение 24 часов (для Pseudomonas fluorescens) либо при температурном оптимуме, указанном в паспорте.

Если культура не соответствует видовым свойствам, то она не пригодна для дальнейшего использования.

В качестве эталонного штамма для проведения контроля культуры клеток-хозяина при проведении анализа на колифаги используется РНК-содержащий фаг MS₂.

Процесс ведения эталонного штамма колифага MS₂ состоит из 2 функциональных блоков:

· восстановление лиофилизированной культуры;

· создание запасов эталонной культуры и культуры для целевого использования.

10.5.1. Восстановление лиофилизированной культуры

Оттянутый конец ампулы с лиофилизированными культурами нагревают над пламенем горелки. Влажным концом стерильного ватного тампона прикасаются к нагретой части, в результате чего появляются трещины.

Конец ампулы накрывают трехслойной марлевой салфеткой, смоченной 70°-ны м этиловым спиртом и хорошо отжатой, и обламывают пинцетом.

10.5.2. Создание запасов эталонной культуры фага и культур для целевого использования

Пипеткой отбирают бульон над осевшим хлороформом и переносят в стерильные пробирки, добавляют по 1 мл хлороформа, герметично укупоривают, встряхивают и хранят в холодильнике.

Одну пробирку используют для целевого назначения в контроле чувствительности культуры Е. coli K12 F + Str-r к фагу, согласно п. 10.4.3. Две другие служат запасом эталонного фага.

Активность полученной культуры определяется титром фага. Через год хранения титр фага может снизиться. В этой связи необходимо получить новую культуру или провести определение титра хранящегося фага.

10.5.3. Определение титра фага

Для определения титра фага выполняется серия десятикратных разведений хранящейся бульонной суспензии эталонного фага, как описано в разделе 9.

При получении титра менее 10 7 фаг можно размножить. Для нарастания титра необходимо повторить описанную процедуру.

После выполнения работ с культурами фагов необходимо провести тщательную обработку помещения дезсредствами и обеззараживания ультрафиолетовым излучением.

Раздел составлен на основе:

ФС 42-3588-98. Питательная среда для выделения сальмонелл сухая (висмут-сульфит агар), срок действия до 15.10.03;

сборника инструкций по общим методам контроля стерильности, физико-химических свойств, пирогенности, на отсутствие контаминирующих агентов и токсичности медицинских иммунобиологических препаратов. Утв. приказом МЗ СССР № 31 от 13.01.83;

руководства по аккредитации для лабораторий, производящих микробиологическое тестирование;

11. Контроль питательных сред

Качество питательных сред является одним из важнейших факторов, влияющих на достоверность результата анализа. Жесткая регламентация приготовления питательных сред и выполнения комплекса процедур внутреннего контроля качества является неотъемлемой частью обеспечения достоверности, а также воспроизводимости и повторяемости результатов количественных микробиологических анализов.

На конечный результат качества готовой питательной среды может оказать влияние множество различных моментов. Поэтому контроль качества питательных сред должен осуществляться на всех этапах технологического процесса, начиная от момента закупки среды до непосредственного использования в анализе и включать следующие этапы:

1. Проверку документации и визуальный контроль питательных сред при их получении.

2. Контроль условий и сроков хранения питательных сред.

3. Контроль питательных сред на этапе приготовления.

4. Контроль биологических свойств питательных сред.

5. Контроль на этапе использования питательных сред.

Данный раздел регламентирует процедуры внутреннего контроля качества питательных сред, которые используются для выполнения текущего производственного и государственного санитарно-эпидемиологического контроля воды по санитарно-микробиологическим индикаторным показателям. Применение питательных сред без подтверждения их качества не допускается. Результаты выполнения процедур контроля качества должны быть документально зафиксированы.

Данный этап контроля позволяет избежать покупки продукции у фирм, не имеющих надлежащих документов, удостоверяющих и гарантирующих ее качество, а также выявить грубые нарушения, возникшие при транспортировании (разгерметизация упаковки, несоответствие внешнего вида обезвоженной среды или отдельных компонентов описанию изготовителя и др.). Контроль осуществляют при каждом поступлении в лабораторию новых сред.

При первом контакте с фирмой производящей и (или) реализующей питательные среды необходимо затребовать копии лицензии на право производства и реализации данных питательных сред. Обязательным условием поставки питательных сред является наличие следующих сопроводительных документов:

1. Копии сертификата соответствия на реализуемую среду.

2. Паспорта отдела контроля организации-изготовителя на реализуемую серию препарата.

3. Инструкции по применению.

Среды импортного производства должны иметь сертификаты качества серии ISO 9000.

При получении питательных сред необходимо проверить целостность упаковки (оценивается визуально) и наличие сопроводительной документации (сертификата соответствия, паспорта, инструкции по применению, этикеток на упаковках).

Сопроводительная документация должна содержать следующую информацию:

· название среды и ее назначение;

· номер протокола контрольных испытаний;

· описание внешнего вида и консистенции сухой и готовой среды;

· условия и длительность хранения готовой среды.

Обо всех обнаруженных отклонениях необходимо сообщить руководителю лаборатории.

Данный этап контроля позволяет обеспечить правильность и постоянство условий хранения сред, а также своевременное пополнение их запаса.

Контроль осуществляют 1 раз в неделю или чаще.

Материалы, требующие пониженной температуры хранения, необходимо поместить в холодильник с соответствующей степенью охлаждения.

Особое внимание следует уделить сохранению герметичности вскрытых упаковок со средами, так как повышение влажности и комкование сухой питательной среды существенно ухудшает ее качество. Если питательная среда упакована в пакет из ламинированной бумаги и весь объем среды не используется за один раз, то после вскрытия пакета оставшуюся часть среды желательно перенести в чистую сухую емкость оранжевого стекла (или другого светозащитного инертного материала) с плотно закрывающейся крышкой.

Сухие питательные среды с истекшим сроком годности, но с не изменившимся цветом и консистенцией, подвергают количественным методам контроля питательных сред по биологическим показателям с целью принятия решения о продлении срока годности.

Контейнеры (флаконы) с завинчивающимися крышками более пригодны для продолжительного хранения готовых жидких и плотных питательных сред, нежели чашки Петри или емкости с ватно-марлевыми пробками.

Температуру воздуха в местах хранения питательных сред проверяют 1 раз в неделю. Результаты проверки заносят в журнал регистрации температур.

Для приготовления питательных сред и растворов, используемых в микробиологическом анализе, допускается применение химических веществ по степени чистоты не ниже ЧДА. Требования к качеству воды для приготовления питательных сред для микробиологических анализов изложены в разделе 7.

При условии, что приобретена продукция надлежащего качества, одним из основных факторов, определяющих качество и дальнейшую пригодность питательной среды, является правильность ее приготовления.

Приготовление сред должно осуществляться со строгим соблюдением рецептуры приготовления и условий стерилизации, определенных изготовителем.

Контроль питательных сред на этапе приготовления включает:

· оценку внешнего вида готовой среды;

· измерение рН готовой среды;

· определение стерильности (отсутствия контаминации) готовой среды;

· постановку качественного контроля биологических свойств среды (раздел 11.4.1).

Контроль питательных сред на этапе приготовления проводят каждую варку.

11.3.1. Оценка внешнего вида готовой среды

Оценку внешнего вида питательной среды проводят визуально.

Цвет, прозрачность и консистенция сухой и приготовленной среды должны быть типичны для данного продукта и соответствовать описанию изготовителя.

Некоторыми очевидными ошибками при приготовлении сред являются:

· потемнение среды, вследствие перегревания и недостаточного перемешивания;

· неполное растворение порошкообразной среды;

В агаризованных средах осадок может образовываться вследствие продолжительной стерилизации, повторных плавлений твердого агара или длительного содержания расплавленного агара при высокой температуре.

В этих случаях появление осадка свидетельствует о непригодности питательной среды.

Кроме того, агаризованные среды могут образовывать хлопьевидный осадок, если расплавленная среда остается в водяной бане при температуре от 43 до 45 °С более 30 мин, вследствие начинающегося процесса застывания агара. Такой хлопьевидный осадок агара можно рассеять путем повторного нагревания среды до 60 °С.

11.3.2. Измерение рН

Величину водородного показателя измеряют у стерилизованной среды, а при работе с плотной средой, измеряют у стерилизованной среды после ее отвердения. Результаты регистрируют в журнале (прил. 8.1).

Отклонение рН среды за пределы диапазона указанного в паспорте приводит к ухудшению ее биологических свойств, вплоть до полной непригодности.

Отклонения водородного показателя или другие проблемы с рН могут быть вызваны:

· использованием щелочного стекла;

· загрязнением емкостей, в которых готовилась среда;

· дистиллированной водой низкого качества.

11.3.3. Определение стерильности

Определение стерильности (для стерилизуемых сред) и отсутствия контаминации (для нестерилизуемых сред) проводят путем инкубации чашки или пробирки с исследуемой средой в термостате, при температуре и в течение времени, определенных для этих сред методическими документами по исследованию воды.

По истечении срока инкубации на (в) исследуемых питательных средах должны отсутствовать визуально определяемые признаки роста микроорганизмов.

Результаты регистрируют в журнале (прил. 8.1).

Оценка биологических (ростовых) свойств питательных сред проводится по следующим показателям.

Кроме того, для дифференциальных сред необходимо определять ингибирующее действие среды. Ингибирующее действие среды определяется как в отношении основного тестового микроорганизма, так и по отношению к сопутствующим микроорганизмам.

Оценка ингибирующих свойств проводится по двум показателям.

Основным тестовым микроорганизмом для оценки биологических свойств среды, используемых для текущего санитарно-бактериологического контроля воды, является Е. coli.

Дополнительно используются следующие тест-штаммы:

Контроль биологических свойств готовых питательных сред включает два этапа: качественный и количественный контроль, каждый из которых имеет свое целевое предназначение.

Задачей качественного контроля является выявление грубых нарушений технологии приготовления, приводящих к выраженному снижению ростовых и(или) дифференцирующих свойств. Качественный контроль проводят после каждой варки среды.

Количественный контроль позволяет выявлять относительные изменения (ухудшение) ростовых свойств из-за ряда причин, возникающих на этапах транспортирования, хранения, приготовления, стерилизации, а также при изменении технологических требований в процессе производства питательных сред, в результате которых они оказываются менее эффективными.

Количественный контроль выполняется:

· при поступлении каждой новой партии среды;

· при необходимости решения вопроса о продлении срока годности среды либо возможности ее дальнейшего использования в случае выявления нарушений условий хранения.

Учитывая, что разные серии питательных сред одного производителя иногда имеют различие по качеству, контролю подлежит каждая серия среды поступившей партии.

Количественный контроль также может служить инструментом выбора более эффективной среды серии продукции, предлагаемой на современном рынке.

11.4.1. Качественный контроль

В процессе качественного контроля оценивают принципиальную способность основного тестового штамма расти на данной среде, а также наличие характерных дифференцирующих признаков для специфических сред.

Качественный контроль выполняется лабораторией после каждой варки питательной среды.

Накануне исследования тестовую культуру готовят, как указано в п. 10.2.4.

Оценка результатов качественного контроля

Среду считают пригодной, если по истечении срока инкубации тестовый штамм дает хорошо различаемый рост, со всеми типичными для него отличительными признаками, которые предполагается выявлять на данной среде.

Этими признаками могут быть: помутнение жидкой или полужидкой среды, изменение цвета, образование газа, отличительная форма, структура, окраска колоний, наличие и диаметр зоны изменения цвета и прозрачности среды вокруг колоний. Результаты качественного контроля заносят в журнал (прил. 8.1).

11.4.2. Количественный контроль

Выполнение количественного контроля должно осуществляться лабораторией, имеющей лицензию на работу с необходимыми патогенными микроорганизмами, аттестованной (аккредитованной) в этой области и располагающей персоналом соответствующей квалификации.

11.4.2.1. Подготовительный этап

Для исследования следует использовать свежеприготовленные среды одной варки. Исследуемые и контрольные среды готовят, согласно инструкции изготовителя.

Среды, предназначенные для прямого поверхностного посева, разливают в чашки Петри слоем не менее 2 мм, и предварительно асептически подсушивают, одним из следующих способов:

2. Закрытые не перевернутые чашки Петри выдерживают в ламинарном боксе в течение ночи.

3. Чашки Петри с полуоткрытыми крышками помещают в ламинарный бокс на 30 мин.

В качестве неселективной среды при определении ингибирующих и дифференцирующих свойств контролируемой среды, используют мясопептонный агар, питательный агар на основе гидролизата кильки, рыбной муки (ГРМ-агар) и их аналоги.

Для исследования необходимо использовать стерильный физиологический раствор, содержащий 0,1 % (по массе) пептона. Это сводит до минимума воздействие разбавителя на микроорганизмы. При невозможности приготовления данного разбавителя, допускается использование стерильного физиологического раствора без пептона.

За два дня до исследования тестовую культуру микроорганизма пересевают со среды хранения на скошенный питательный агар согласно п. 10.2.4. На следующий день, из полученной агаровой культуры с использованием стандарта мутности готовят суспензию тестового штамма в стерильном разбавителе с концентрацией 10 9 кл/мл и десятикратные серийные разведения (по 8-е разведение включительно), согласно п. 9.

В день исследования для каждой серии посевов подсчитывают среднее число колоний, выросшее на трех чашках. При правильно выполненном разведении среднее количество колоний выросших при посеве 0,1 мл суспензии тестового микроорганизма из 6-го разведения должно составлять около 100 КОЕ. Соотношение полученных средних значений при посеве из 6-го и 7-го разведений должно быть близко к 10:1.

В случае если, концентрация микроорганизмов в разведениях значительно отклоняется от расчетной и (или) не соблюдена кратность разведения, данный инокулят тестового штамма не пригоден для дальнейшего использования. Подготовку инокулята необходимо повторить.

После расчета посевной дозы определяют необходимое количество повторов посевов (не менее 5) исходя из расчета, что суммарное количество колоний на всех чашках на одной среде должно составлять не менее 200 КОЕ.

Приготовленные суспензии можно использовать, если они были охлаждены сразу же после приготовления и произведения контрольных высевов, и не хранились более 24 часов. Перед исследованием инокулят следует тщательно перемешивать, чтобы добиться однородности суспензии микроорганизмов.

11.4.2.2. Методики посевов

Посев в жидкую питательную среду

Посев прямым поверхностным методом

11.4.2.3. Определение показателей «чувствительности» и «скорости роста»

При определении показателей чувствительности и скорости роста используют по 0,1 мл из 5, 6, 7 и 8-го разведений для посева на плотные питательные среды и по 1,0 мл из 4, 5, 6, 7-го для посева в жидкие среды. Разведения готовят и контролируют, как указано в п. 11.4.2.1.

Чувствительностью среды считается наибольшее разведение исходной суспензии тестового штамма с исходной концентрацией около 10 9 КОЕ/мл, обеспечивающее формирование колоний на всех засеянных чашках или визуально видимый рост во всех пробирках с исследуемой средой.

Чувствительность среды должна соответствовать параметру, указанному изготовителем в паспорте данной среды. Если данный параметр изготовителем не указан, то чувствительность должна составлять не менее чем 0,1 мл суспензии из 6-го разведения для плотных и 1 мл суспензии из 7-го разведения для жидких питательных сред.

При отсутствии роста в одной пробирке или на одной чашке с посевом разведения, указанного в паспорте как чувствительность, опыт повторяется на удвоенном числе пробирок или чашек. Приемлемым считается наличие роста в 5 посевах оцениваемого разведения из 6. Если при повторном исследовании чувствительность среды не соответствует паспортному значению, то ее бракуют.

Скорость роста не должна превышать время инкубации, указанное в нормативных документах для исследований, в которых эта среда используется.

Результат заносят в протокол оценки питательной среды по биологическим показателям (прил. 8.2).

11.4.2.4. Оценка дифференцирующих свойств среды Эндо и ее аналогов

2. По 1 мл штамма Е. coli (Lac + ) и разбавителя.

Дифференцирующие свойства среды считают удовлетворительными, если она обеспечивает определенный в паспорте перечень признаков и степень их выраженности у тестового штамма, обладающего искомыми свойствами. Результат заносится в протокол оценки питательной среды по биологическим показателям (форма 2 прил. 6.3).

11.4.2.5. Определение процента извлекаемости (% всхожести)

Этот показатель позволяет выявить и оценить наличие и степень ингибирующего влияния исследуемой среды на Е. coli по сравнению с контрольной средой. В качестве контрольной используют ранее проведенную неселективную среду.

Определение процента извлекаемости (% всхожести) особенно важно для сред используемых в методах прямого количественного подсчета (прямой посев исследуемой воды на чашку или фильтр), где наличие даже относительного ингибирующего влияния среды на искомые микроорганизмы будет искажать результат и снижать чувствительность метода.

Готовят инокуляты для посева и осуществляют расчет посевной дозы как указано в п. 11.4.2.1. Посев на контрольную и исследуемую среду выполняют прямым посевом согласно п. 11.4.2.2.

После инкубации подсчитывают количество колоний, выросших на каждой чашке. Общее количество колоний во всех повторах (не менее 5) на контрольной неселективной среде должно быть не менее 200. Вычисляют среднее арифметическое значение количества колоний, выросших на контрольной и исследуемой средах.

Процент извлекаемости рассчитывают по формуле:

Среда признается приемлемой при условии, что различие между средними значениями количества колоний на контрольной и исследуемой средах не достоверно. При этом, как правило, % извлекаемости (всхожести) составляет не менее 80 %.

Расчет достоверности различий средних значений количества колоний, выросших на контрольной и исследуемой средах приведен в прил. 10.

Результат заносится в протокол количественной оценки питательной среды по биологическим показателям (прил. 8.2).

В случае получения достоверного различия результатов, исследование повторяют, удваивая количество повторов: не менее 10 чашек с общей численностью количества учитываемых колоний на неселективной среде не менее 400.

11.4.2.6. Оценка показателя ингибиции

Для оценки ингибирующих свойств среды Эндо (и ее аналогов) по отношению к микробам-ассоциантам используют тестовый штамм Staphylococcus aureus.

Разведения тестового штамма готовят и контролируют, как указано в п. 11.4.2.1.

11.4.3. Рекомендации по сравнительной оценке эффективности питательных сред
с использованием фильтрующих материалов

В настоящее время ведущие зарубежные производители питательных сред выпускают среды, обеспечивающие своим составом оптимальные условия роста микроорганизмов при использовании фильтрующих материалов и целенаправленно предназначенные для исследования воды мембранным методом. В отличие от своих аналогов для клинических исследований или прямых посевов воды без концентрирования, эти среды имеют индекс m, например m Endo agar.

Однозначно признано, что исследования, выполненные на чистых культурах модельных микроорганизмов, не могут учесть влияния всего многообразия микроорганизмов естественных водоемов. В этой связи, при проведении сравнительной оценки дифференцирующих и ингибирующих свойств различных сред, может оказаться полезным использование природной воды для приближения к натурным условиям.

Однако при выполнении этих исследований необходимо всегда иметь в виду наличие индивидуальных особенностей каждого водоема, а также нестабильность во времени как микробиологических характеристик природных вод, так и уровней химического загрязнения. Эти факты существенно снижают важность полученных результатов и ограничивают их применение конкретным водоемом.

С учетом изложенного, описанная методика носит рекомендательный характер.

11.4.3.1. Подготовительный этап

Процент извлекаемости используемых фильтрующих материалов должен составлять не менее 80 % на полноценной неселективной среде. Фильтрующие материалы должны быть стерильными.

Питательные среды для посева фильтрующих материалов не подсушиваются, но на поверхности разлитых в чашки сред не должно быть видимой влаги

Природная вода используется как естественный источник водных сапрофитов для оценки ингибирующих и дифференцирующих свойств исследуемых сред. За сутки до начала исследований природная вода, предназначенная для подготовки инокулята, должна быть оценена по общепринятым методикам на общее содержание микроорганизмов (ОМЧ) и наличие искомых колиформных микроорганизмов и до начала основных исследований помещена в холодильник.

В установленный по содержанию сапрофитных микроорганизмов объем природной воды вносят расчетную посевную дозу тестового микроорганизма (Е. coli).

Если природная вода содержит достаточное количество колиформных бактерий для посева требуемого количества на один фильтр, модельные микроорганизмы не используются. При необходимости, природная вода может быть разведена в 10 и более раз.

11.4.3.2. Посев методом мембранной фильтрации

Посев инокулята природной воды осуществляется аналогично описанному выше с коррективами в отношении объема инокулята природной воды, который может быть 10 мл и более. В этом случае вносят соответствующее меньшее количество разбавителя или стерильной дистиллированной воды. Обязательно проводят двойное споласкивание воронки, как указано выше.

11.4.3.3. Методика сравнительных исследований

На втором этапе отобранные среды оценивают по показателю «процент извлекаемости» с использованием двух способов посевов: прямого (по п. 11.4.2.5) и методом с использованием фильтрующих материалов. Для каждой исследуемой среды и варианта посева должно быть выполнено не менее 5 повторов. Контролями служат прямой посев (контроль № 1) и посев методом с использованием фильтрующих материалов (контроль № 2) на неселективную среду.

При необходимости могут быть проведены параллельные дополнительные исследования с инокулятом природной воды. Инокуляты природной воды с внесенными тестовыми микроорганизмами (или без них) засевают методом с использованием фильтрующих материалов на исследуемые селективные среды.

Рассчитывается среднее количество колоний для каждой среды, способа посева и контрольных посевов. Общее количество колоний тестового микроорганизма на неселективной среде при посеве прямым методом должно быть не менее 200.

Согласно разделу 12 подтверждают качество используемых в эксперименте фильтрующих материалов путем расчета «процента извлекаемости» для фильтрующих материалов по средним результатам контрольных посевов (прямого № 1 и мембранного № 2) на неселективный агар.

Далее по п. 11.4.2.5 производят расчет процента извлекаемости и оценку достоверности различий для исследуемых сред. Контрольным результатом при этом служит среднее количество колоний, выросших при прямом посеве на неселективном агаре (контроль № 1).

При посевах природной воды с дополнительным внесением тестовых микроорганизмов в дальнейших расчетах учитывают полученные накануне результаты контрольного посева на наличие колиформ. Далее, процент извлекаемости рассчитывается так же, как и в исследованиях с чистыми культурами: в сравнении с результатами прямого посева тестовых микроорганизмов на неселективный агар (контроль № 1).

В случае посевов природной воды без дополнительного внесения тестовых микроорганизмов оценивают достоверность различий результатов, полученных при посевах на исследуемые среды.

При получении недостоверных различий результатов исследований для выбора наиболее оптимальной среды необходимо проанализировать следующие характеристики:

· четкость проявления дифференцирующих признаков для тестового микроорганизма;

· подавление сопутствующей микрофлоры;

11.5. Контроль на этапе использования питательных сред

В процедуре анализа возможны нарушения использования питательных сред (перегрев, чрезмерная инкубация при высокой температуре и т.д.), приводящие к ухудшению их ростовых свойств. Кроме того, возможно неверное толкование полученного результата, вследствие слабой выраженности признака у исследуемого микроорганизма. Контроль на этом этапе позволяет минимизировать подобные проблемы.

Контроль сред на этапе использования включает:

· контроль температурного режима водяных бань, предназначенных для поддержания плотных питательных сред в расплавленном состоянии;

· учет времени нахождения среды в расплавленном состоянии;

· постановку положительного и отрицательного контролей в процессе идентификации микроорганизмов.

Данный вид контроля проводится при каждом использовании питательных сред.

11.5.1. Контроль температурного режима водяных бань, предназначенных для поддержания плотных питательных сред в расплавленном состоянии

Температура водяной бани должна находиться в пределах (47 ± 2) °С.

11.5.2. Контроль времени нахождения питательной среды в расплавленном состоянии

Питательная среда не должна находиться в расплавленном состоянии более 8 часов. Повторное плавление плотной питательной среды не допускается.

11.5.3. Постановка положительного и отрицательного контролей

Постановку контролей осуществляют в процессе идентификации микроорганизмов при выполнении подтверждающих тестов.

В качестве тестовой культуры используют штамм Е. coli М17-02. Подготовка инокулята. Накануне исследования тестовую культуру готовят, как указано в п. 10.2.4.

Постановку положительного контроля осуществляют путем внесения одной петли агаровой культуры тестового штамма в пробирку с используемой средой (средами) для идентификации. Отрицательным контролем служит пробирка с аналогичной средой без посева. Обе пробирки маркируют и помещают в термостат вместе с посевами.

По истечении срока инкубации в пробирке с положительным контролем должен наблюдаться хорошо различаемый рост, со всеми типичными для него отличительными признаками, которые предполагается выявлять на данной среде. Цвет индикатора среды должен изменяться на цвет, определяемый в паспорте среды, как положительный результат утилизации данного углевода. В пробирке с отрицательным контролем среда должна находиться без изменений. Результаты положительного и отрицательного контролей заносятся в рабочий журнал основного исследования.

11.6. Ростовые характеристики ряда сред отечественного производства, применяемых в санитарно-бактериологическом анализе воды

ГРМ-булъон, питательный бульон и их аналоги

ГРМ-агар, питательный агар и их аналоги

Если среду предполагается использовать в качестве контрольной в исследовании по определению показателя ингибиции, то процент всхожести должен составлять не менее 80 % по сравнению со средой ранее проверенной партии, а различие между ними должно быть недостоверно.

Агар Эндос с добавками

При посеве смеси тест-штаммов должна наблюдаться четкая дифференциация колоний: в отличие от малиновых колоний Е. coli, колонии шигелл более мелкие с окраской от белого до слабо-розового цвета, без отпечатка на среде.

Среды с лактозой и глюкозой (жидкие и полужидкие)

Количественный контроль для данных сред не проводится.

Данная среда не выпускается отечественной промышленностью в виде обезвоженного полуфабриката, а готовится из составных частей ex temporo, что исключает возможность ее стандартизации. Это приводит к колебаниям качества среды от варки к варке, что зависит от целого ряда факторов.

Поэтому вопрос о контроле данной среды или ее аналогов на уровне производственной лаборатории остается открытым.

Раздел составлен на основе следующих документов:

ФС 42-3377-97 «Питательный агар для культивирования микроорганизмов сухой (ГРМ-агар)»;

ФС 42-3378-97 «Питательный бульон для культивирования микроорганизмов сухой (ГРМ-бульон)»;

ФС 42-3504-97 «Питательная среда для выделения энтеробактерий сухая (агар Эндо)».

12. Контроль эффективности фильтрующих материалов

12.1. Общие положения

В практике лабораторий, проводящих санитарно-бактериологический контроль воды, используются фильтрующие материалы диаметром 47 или 35 мм и средним размером пор 0,45 мкм.

Фильтрующие материалы применяются:

— в анализе на общие и термотолерантные колиформные микроорганизмы;

— в анализе на споры сульфитредуцирующих клостридий.

Качество используемых фильтрующих материалов может оказать существенное влияние на результаты анализа. При этом качество фильтрующих материалов одного производителя может меняться от партии к партии. При поступлении каждой новой партии фильтров, а также при необходимости принятия решения о возможности продления сроков годности осуществляется контроль эффективности фильтрующих материалов.

При наличии в поступившей партии нескольких серий фильтров контроль проводится для каждой серии.

Фильтрующие материалы, допущенные к проведению анализа, используются однократно. Повторное применение фильтрующих материалов запрещается.

Эффективность фильтрующих материалов определяется путем сравнения числа колоний микроорганизмов, выросших на полноценной питательной среде в результате прямого поверхностного посева суспензии культуры контрольного микроорганизма, и числа колоний, выросших на этой же среде в результате посева способом мембранной фильтрации.

Оценка эффективности фильтрующих материалов осуществляется по показателю «процент извлекаемости». Фильтрующие материалы считаются пригодными, если при посеве способом мембранной фильтрации вырастает не менее 80 % от числа колоний, полученных при прямом посеве.

Отбор фильтров для контрольного исследования должен проводиться «слепым» методом, т.е. фильтры для контроля необходимо отбирать произвольно из разных упаковок анализируемой партии.

12.2. Подготовительный этап

В качестве неселективной среды можно использовать мясопептонный агар, питательный агар на основе гидролизата рыбной муки (ГРМ-агар) и их аналоги. Для выполнения исследования допускаются питательные среды, прошедшие контроль, как указано в разделе 11. Все используемые среды следует готовить из одной партии материалов и реактивов в одно и то же время. Готовую среду разливают в чашки Петри слоем толщиной не менее 2 мм. Чашки со средой, предназначенные для прямого поверхностного посева предварительно асептически подсушивают одним из следующих способов:

2. Закрытые не перевернутые чашки Петри выдерживают в ламинарном боксе в течение ночи.

3. Чашки Петри с полуоткрытыми крышками помещают в ламинарный бокс на 30 мин.

Исследуемый фильтрующий материал должен быть стерильным

В качестве тестовой культуры используют штамм Е. coli M17-02.

12.3. Методика исследования

Выполняются параллельные посевы суспензии чистой культуры тестового микроорганизма способом мембранной фильтрации через исследуемый фильтрующий материал и прямым (поверхностным) способом.

12.3.1. Посев методом мембранной фильтрации

Суспензию нужного разведения тестовой культуры тщательно перемешивают, чтобы добиться ее однородности. Предварительно рассчитанную посевную дозу суспензии вносят в пробирки, содержащие 10 мл разбавителя. Содержимое пробирок тщательно перемешивают. Количество пробирок, содержащих посевную дозу тестового микроорганизма, должно соответствовать количеству предполагаемых посевов методом мембранной фильтрации (не менее 5). После подготовки посевного материала пробирку с разведением культуры тестового микроорганизма, из которой производился отбор посевных доз для посева фильтрацией, немедленно переносят в холодильник.

После инкубации, при условии стерильности фильтровальной установки, подсчитывают количество типичных колоний, выросших на каждом фильтре. Вычисляют среднее арифметическое значение количества колоний, выросших на фильтрах при посеве методом мембранной фильтрации. Результаты заносят в протокол (прил. 9).

12.3.2. Посев прямым поверхностным методом

Для прямого поверхностного посева используют материал из той же пробирки с разведением культуры тестового микроорганизма, из которой производился отбор посевных доз для посева фильтрацией.

Вычисляют среднее арифметическое значение количества колоний, выросших на чашках при прямом поверхностном посеве. Общее количество колоний во всех повторах должно быть не менее 200 КОЕ. Результаты заносят в протокол (пр ил. 9).

12.3.3. Расчет «процента извлекаемости» и оценка результатов

Для оценки исследуемого фильтрующего материала вычисляют процент извлекаемости (удержания) фильтрующих материалов по формуле:

Пригодными считаются фильтрующие материалы, имеющие процент извлекаемости (удержания) ≥ 80 %.

В случае получения менее 80 % извлекаемости тестового микроорганизма исследования следует повторить с удвоенным количеством повторов (не менее 10), с суммарным учетом по контрольному прямому посеву не менее 400 КОЕ.

12.3.4. Рекомендации по сравнительной оценке эффективности различного
фильтрующего материала

Описанная методика может быть использована для сравнительной оценки стабильности качества разных партий фильтров, поставляемых одним производителем, а также фильтрующих материалов разных марок разных производителей.

В этих целях выполняются следующие процедуры:

· подготовительный этап по п. 12.2;

· посевы методом с использованием фильтрующих материалов с каждым видом (серией) фильтров по п. 12.3.1;

· посев прямым поверхностным методом по п. 12.3.2;

· оценка по показателю «процент извлекаемости» по п. 12.3.3.

Проведение дальнейшего сравнения эффективности исследуемых фильтров, показавших приемлемый «процент извлекаемости» ≥ 80 %, осуществляется путем оценки достоверности различия средних значений количества колоний, выросших на фильтрующих материалах разных партий. Достоверность различия средних значений количества колоний оценивают с использованием критерия Стьюдента для вероятности 95 % (прил. 10).

Если исследованию подвергались различные партии эквивалентных фильтров, выпускаемых одним изготовителем, то полученные средние значения количества микроорганизмов для каждой партии фильтров не должны отличаться с вероятностью 95 %.

При сравнении фильтрующих материалов разных марок, типов или разных производителей выбирают фильтрующие материалы, среднее число колоний которых превышает аналогичный показатель для других фильтров с достоверностью 95 %.

Раздел составлен на основе:

международного стандарта ISO 7704-85 «Оценка мембранных фильтров, используемых для микробиологических анализов» («Water quality. Evaluation of membrane filters used for microbiological analyses»).

13. Особенности постановки тестов на этапе идентификации

Идентификация должна проводиться только с чистой культурой. Проведение биохимической идентификации штаммов, выделенных на селективной питательной среде (Эндо или ее аналогах) предпочтительнее проводить с субкультурой, полученной на одной из неселективных питательных сред, не содержащих углеводов (ПА, ГРМ-агар, ПМА). Постановка подтверждающих тестов всегда должна сопровождаться постановкой положительных и отрицательных контролей с эталонными культурами, ферментативная активность которых определена ранее.

Минимальное количество колоний, необходимое для идентификации, указано в нормативных документах на данный вид анализа.

Достоверность количественного результата повышается с увеличением числа идентифицированных колоний.

В частности, ГОСТ 26670-91 «Продукты пищевые. Методы культивирования микроорганизмов» при необходимости подтверждения характерных колоний требует отбирать не менее 5 изолированных колоний с пересевом для дальнейшей идентификации на неселективную питательную среду.

Французским комитетом по стандартизации АФНОР установлены следующие правила отбора достаточного количества колоний для подтверждения.

· при n · при 5 ≤ n · при n ≥ 25, то n’ = √n (округленное до общего наивысшего количества).

13.1. Определение Грам-принадлежности

Исследования проводят со свежими культурами. Бактериальную массу, взятую с плотной среды, в течение нескольких секунд эмульгируют на предметном стекле в капле 3 %-ного водного раствора КОН. Образование слизи, тянущейся за петлей, указывает на принадлежность испытуемой культуры к грамотрицательным микроорганизмом. Грамположительные микроорганизмы в этой реакции слизь не образуют.

13.2. Постановка оксидазного теста

Используют реактивы, рекомендованные в МУК 4.2.1018-01. Предпочтительно пользоваться готовыми индикаторными системами, изготовленными промышленным способом (например, СИБ-оксидазы, диски оксидазы производства LACHEMA, MERCK, DIFCO).

Надежный результат оксидазного теста может быть получен только при использовании суточной культуры, выращенной на неселективном питательном агаре. Следует иметь в виду, что при постановке оксидазного теста путем наложения фильтрующего материала с выросшими колониями на оксидазный реактив, постановки реакции с колонией, выращенной на среде Эндо, типичные темно-красные колонии могут давать нечеткую реакцию.

Каждый раз при постановке теста (серии тестов) проводят контрольные испытания с тест культурами микроорганизмов, дающих положительную (Pseudomonas aeruginosa) и отрицательную (Е. coli) реакции.

Для постановки реакции используют пастеровскую пипетку или проверенную бактериологическую петлю, не давшую ложных реакций в указанном тесте при испытании с контролируемыми культурами.

При использовании коммерческих тест-систем процедура определения выполняется согласно инструкции.

13.3. Определение ферментации углеводов

Оценку результатов проводят по окончании срока инкубации путем сравнения изменений в исследуемом посеве с изменениями в положительном контроле. Обязательным условием является отсутствие изменений отрицательного контроля.

Раздел составлен на основе:

ГОСТ 26670-91 «Продукты пищевые. Методы культивирования микроорганизмов»;

стандарта АФНОР NF Т 90-416, 1985;

инструкции к ОКСИ-тест(у), Лахема, Чешская Республика;

Библиография

2. Методические указания по бактериологическому контролю качества проведения противоэпидемических мероприятий в акушерских стационарах. Прил. 4 к приказу Комитета здравоохранения г. Москвы и ЦГСЭН в г. Москве № 617/6 от 19.11.98.

3. Руководство по аккредитации для лабораторий, проводящих микробиологическое тестирование. Европейская кооперация по аккредитации лабораторий (EAL), 1996.

5. Методы для унификации санитарно-микробиологических исследований воды/Сборник СЭВ: Бад Эльстер, 1979.

7. Council directive 98/93/EC of 3 November 1998 on the quality of water intended for human consumption. Official Journal of the European Communities. 5.12.98 /Директива Совета Европейского Союза 98/83/ЕС по качеству воды, предназначенной для потребления человеком/.

9. ISO 3696-87 «Вода для аналитических лабораторных исследований. Спецификация и методы испытания».

11. ISO 6887-1983 «Общее руководство по приготовлению разведений для микробиологических исследований».

12. ISO 7218:1996 «Микробиология продуктов питания и кормов для животных. Общие правила микробиологических исследований».

13. ISO 7704-85 «Оценка мембранных фильтров, используемых для микробиологических анализов» («Water quality. Evaluation of membrane filters used for microbiological analyses»).

14. ISO 8199:1988 «Общее руководство по определению количества микроорганизмов с помощью питательной среды».

15. ISO 9998:1991(E) «Качество воды. Методы оценки и контроля микробиологического подсчета колоний в средах с применением тестов качества воды».

18. NF Т 90-414. AFNOR, 1985.

19. Programme № 100/03. Analyses des eaux. COFRAC SECTION ESSAIS, 1997.

20. Report on Public Health and Medical Subjects № 71. Methods for the Examination of Waters and Associated Materials. Part 1. Drinking Water. The Microbiology of Water, 1994.

Источник

С изменениями и дополнениями от:

ГАРАНТ:

ГАРАНТ:

ГАРАНТ:

ГАРАНТ:

ГАРАНТ:

Информация об изменениях:

1. Область применения

2. Нормативные ссылки

3. Термины и определения

4. Общие положения организации внутреннего контроля качества санитарно-микробиологического исследования воды

5. Контроль температурных режимов инкубации и хранения

6. Контроль качества стерилизации и дезинфекции

6.1.1. Химический тестовый контроль

6.1.2. Термический контроль

6.1.3. Биологический контроль

7. Контроль качества дистиллированной воды

8. Требования к подготовке лабораторной посуды

9. Правила приготовления серийных разведений

10. Процедура ведения эталонных бактериальных культур

10.2.1. Восстановление лиофилизированной эталонной культуры

10.2.2. Создание запасов рабочей культуры

10.2.3. Восполнение запасов рабочей культуры

10.2.4. Подготовка культуры для целевого использования в анализе

10.3.1. Восстановление и контроль лиофилизированной культуры

10.3.2. Создание запасов эталонной культуры

10.3.3. Создание запасов рабочей культуры

10.3.4. Подготовка культуры для целевого использования

10.4. Контроль эталонных бактериальных культур

10.4.1. Оценка степени диссоциации культуры Е. coli M17-02

10.4.2. Контроль видовых свойств Е. coli M17-02 и Е. coli K12 F + Str-r

10.4.3. Проверка чувствительности Е. coli K12 F + Str-r к фагу

10.4.4. Проверка культуры Е. coli K12 F + Str-r на загрязненность фагом

10.4.5. Контроль видовых свойств Pseudomonas aeruginosa и Pseudomonas fluorescens

10.5.1. Восстановление лиофилизированной культуры

10.5.2. Создание запасов эталонной культуры фага и культур для целевого использования

10.5.3. Определение титра фага

11. Контроль питательных сред

11.3.1. Оценка внешнего вида готовой среды

11.3.2. Измерение рН

11.3.3. Определение стерильности

11.4.1. Качественный контроль

11.4.2. Количественный контроль

11.4.2.1. Подготовительный этап

11.4.2.2. Методики посевов

11.4.2.3. Определение показателей «чувствительности» и «скорости роста»

11.4.2.4. Оценка дифференцирующих свойств среды Эндо и ее аналогов

11.4.2.5. Определение процента извлекаемости (% всхожести)

11.4.2.6. Оценка показателя ингибиции

11.4.3. Рекомендации по сравнительной оценке эффективности питательных сред с использованием фильтрующих материалов

11.4.3.1. Подготовительный этап

11.4.3.2. Посев методом мембранной фильтрации

11.4.3.3. Методика сравнительных исследований

11.5. Контроль на этапе использования питательных сред

11.5.1. Контроль температурного режима водяных бань, предназначенных для поддержания плотных питательных сред в расплавленном состоянии

11.5.2. Контроль времени нахождения питательной среды в расплавленном состоянии

11.5.3. Постановка положительного и отрицательного контролей

11.6. Ростовые характеристики ряда сред отечественного производства, применяемых в санитарно-бактериологическом анализе воды

12. Контроль эффективности фильтрующих материалов

12.1. Общие положения

12.2. Подготовительный этап

12.3. Методика исследования

12.3.1. Посев методом мембранной фильтрации

12.3.2. Посев прямым поверхностным методом

12.3.3. Расчет «процента извлекаемости» и оценка результатов

12.3.4. Рекомендации по сравнительной оценке эффективности различного фильтрующего материала

13. Особенности постановки тестов на этапе идентификации

13.1. Определение Грам-принадлежности

13.2. Постановка оксидазного теста

13.3. Определение ферментации углеводов

Библиография

Вам также понравится

при какой температуре начинает сворачиваться белок в яйце

ресторан с вкусными супами

какая птица подкидывает свои яйца другим

Добавить комментарий Отменить ответ

11.4.3. Рекомендации по сравнительной оценке эффективности питательных сред
с использованием фильтрующих материалов

12.3.4. Рекомендации по сравнительной оценке эффективности различного
фильтрующего материала